Эйхгорн Г. (ред.) Неорганическая биохимия. Том 1

Подождите немного. Документ загружается.

Фосфатный перенос и его активация ионами металлов 653;

скорости гидролиза свободных лигандов. Методом ЯМР с

было показано, что по крайней мере в комплексе с Zn

+ реали-

зуется желаемая структура. Отсюда следует, что механизм при-

соединения металла ко второй от конца фосфатной группе можно

исключить из рассмотрения.

Другим возможным механизмом влияния металлов является

механизм бидентатной активации, предложенный Фаррелом и др.

[118]. Имеются данные в его пользу, однако строго он не доказан.

Этот механизм также основывается на аналогии с быстрогидро-

лизующимся фосфатным эфиром, а именно пятичленным цикли-

ческим эфиром, этиленфосфатом. Давно известно, что этиленфос-

фат гидролизуется намного быстрее нециклических диэфиров и

что циклическая пятичленная структура объясняет нестойкость

циклического промежуточного соединения, образующегося под

действием панкреатической рибонуклеазы [14]. Кроме того,

этиленфосфат быстро обменивается кислородными атомами с во-

дой [119] и гидролиз этиленметилфосфата до метанола и этилен-

фосфата с сохранением циклической структуры происходит в не-

сколько миллионов раз быстрее гидролиза триметилфосфата

[120, 121]. Вестхаймер [16] предложил для этих необычных зако-

номерностей красивое объяснение, которое сводится к тому, что

реакции гидролиза и обмена протекают через пятикоординацион-

ное соединение со структурой тригональной бипирамиды

(рис. 17.7). Этиленовая группа соединяет аксиальный и эквато-

риальный атомы кислорода тригональной бипирамиды, поскольку

угол у атома фосфора, равный 90°, легко встраивается в пяти-

членное кольцо, чего нельзя сказать об угле в 120° между двумя

экваториальными атомами кислорода. Известно, что цикл этилен-

фосфата напряжен, так как угол О—P—О, образуемый этилено-

вой группой, на IO

меньше, чем в правильном тетраэдре [122].

Энергия активации образования постулированного промежуточ-

ного соединения в форме тригональной бипирамиды понижается

благодаря энергии, освобождающейся при снятии этого напря-

жения. Можно считать, что аксиальные положения промежуточ-

ного соединения будут более реакционноспособными по сравне-

нию с экваториальными, и легкий разрыв связи P—О снаружи и

внутри кольца объясняется быстрым внутримолекулярным взаи-

мопревращением аксиального и экваториального положения

(рис. 17.7). Этот переход, являющийся по сути дела продолже-

нием одного из нормальных колебательных движений промежу-

точного соединения, назван «псевдовращением», поскольку его

результатом является поворот экваториальной плоскости триго-

нальной бипирамиды на 90°.

Фаррелл и сотр. [36] предположили, что иом металла может

вызывать аналогичную активацию, если он соединяет два кисло-

родных атома, принадлежащих одной фосфатной группе, т. е. если

'<654

Глава 17

активируемая фосфатная группа служит бидентатным лигандом.

В результате должны получиться четырехчленная циклическая

структура, и хотя связи металл — кислород менее направленны и

более гибки по сравнению со связями этилен — кислород, угол

О—P—О в ней будет заметно напряжен. Если это так, то и в

этом случае может образоваться промежуточное соединение в

форме тригональной бипирамиды, при псевдовращении которого

может происходить быстрый обмен акцепторов фосфорильной

группы.

Возможно, что бидентатная координация не является пред-

почтительным способом взаимодействия ионов металлов с произ-

водным фосфатов в бинарных комплексах. Действительно, если

напряжение в кольцевой структуре бидентатного комплекса ве-

лико, то можно ожидать, что он будет неустойчив по сравнению

с монодентатным комплексом. Активация в тройном комплексе

фермент—металл — субстрат может быть результатом сдвига в

сторону бидентатной координации фосфатной группы вследствие

стерического влияния активного центра. Для АТФ известно, что

связываемые ионы металлов хелатируются атомами кислорода,

принадлежащими разным фосфатным группам, с образованием

циклических структур ['123, 124]. Для бидентатной активации

переноса фосфата от АТФ необходимо присоединение металла к

двум кислородным атомам концевой фосфатной группы. Анало-

гично этому для бидентатной активации переноса нуклеотидной

группы необходима координация с двумя кислородными атомами

а-фосфатной группы. Хотя любая из этих структур гораздо менее

выгодна по сравнению с шестичленными кольцевыми структура-

ми, под влиянием подходящего фермента они могут стабилизиро-

ваться.

Пытаясь определить, действительно ли бидентатная координа-

ция активирует производные фосфата, Фаррелл и др. [118] про-

анализировали скорость гидролиза метилфосфата в составе

комплексов с Co(III), имеющих одну или две вакантные связи.

Кобальт(Ш) был выбран в качестве центра координации из тех

соображений, что инертность его координационных связей должна

была облегчить распознавание моно- и бидентатных структур.

Экспериментально было обнаружено, что гидролиз CH

POj

уско-

ряется примерно в 130 раз при связывании с [Co(trien)]

(1пеп = триэтилентетрамин; в этом комплексе с тетрадентатным

лигандом свободны два координационных места) по сравнению

с гидролизом CH

. Последний анион можно рассматривать

как продукт соединения CH

с H+, и он кинетически важен

при гидролизе метилфосфата в воде [125]. Скорость гидролиза

в составе комплекса с [Co(NH

)

]

(свободно одно

место координации), напротив, по меньшей мере на два порядка

ниже. Значительная устойчивость метилфосфата к гидролизу в

Фосфатный перенос и его активация ионами металлов 655;

том случае, если он присоединен через один атом кислорода к

имеющему тройной положительный заряд иону [Co(NH

)S]

служит еще одним доказательством против важности эффекта

поляризации.

К сожалению, трудно объяснить сравнительно быстрый гидро-

лиз в случае триэтилентетрааминокобальта, поскольку вопреки

ожиданиям метилфосфат соединен с ним главным образом через

один атом кислорода, а не через два, причем шестое координа-

ционное положение занимает вода. Линкольн и Штранкс [126]

показали, что для ортофосфата, присоединенного к аналогично-

Рис. 17.3. Альтернативный механизм гидролиза метилфосфата, ускоряемого три-

этилентетрааминокобальтом (III).

а — бидентатная активация фосфата; б — активация связанной воды [118].

му комплексу [Со(еп)г]

+( еп=этилендиамин; свО|бодны два ко-

ординационных положения), существует равновесие между моно-

и бидентатными структурами, которое устанавливается при ком-

натной температуре за несколько минут. При этом бидентатная

координация преобладает для POl", а монодентатная — для

HPO . Ясно, что CH

POih похож на HPO?' . Следовательно,

если ускорение гидролиза CH

POl"", присоединенного к

[Со (trien) ]

+, объясняется бидентатной активацией, то на самом

деле эффект значительно больше, чем представляется, поскольку

бидентатная координация существует только в небольшой доле

комплекса. Нельзя, однако, не учитывать возможность того, что

наблюдаемое ускорение связано с нуклеофильной атакой связан-

ной молекулы воды в монодентатном комплексе. В этом случае

можно было бы говорить о механизме с активацией воды, рас-

смотренном в предыдущем разделе. Оба возможных объяснения

представлены на рис. 17.8.

Пока нет прямых данных за или против гипотезы бидентатной

активации в ферментативных реакциях, однако Милдван [79]

указывает на возможность объяснить сравнительно низкую ско-

рость присоединения фторфоофата к комплексу пируваткиназа —

+ [127] образованием напряженного комплекса с бидентатной

координацией (см. «Дополнения, внесенные в корректуру»).

'<656

Глава 17

ДОПОЛНЕНИЯ, ВНЕСЕННЫЕ В КОРРЕКТУРУ

1. Лаздунски и др. [128, 129] обнаружили, что фосфорилиро-

вание щелочной фосфатазы в кислой среде также характеризу-

ется антикооперативностью. На кривой зависимости отношения

количества ковалентно связанного фосфата к количеству фермен-

та от концентрации фосфата отчетливо виден излом в точке, от-

вечающей присоединению 1 моля фосфата на 1 моль белка.

Степень антикооперативности, определяемая величиной излома,

зависит от рН, температуры и природы металла в активном

центре. Во всех случаях димерная молекула фермента прочно

присоединяет ковалентным образом одну молекулу фосфата. Свя-

зывания второй молекулы фосфата можно достигнуть достаточ-

ным увеличением его концентрации. В щелочной среде фосфорил-

фермент менее стабилен, чем нековалентный комплекс с фосфатом,

за исключением неактивного Сс1

+-фермента. В случае активных

+ и Со

+-фосфатаз фосфорилированное промежуточное соеди-

нение можно обнаружить после реакции с субстратами при низ-

кой температуре. В этих условиях ковалентно присоединяется не

более 1 моля фосфата на 1 моль фермента. При реакции моно-

фосфорилфермента с конкурентным ингибитором, л-хлоранилидо-

фосфонатом, связанный фосфат быстро освобождается. Лаздунски

и др. [129] предложили для этого фермента механизм типа

«качелей». В его основе лежит предположение о том, что в обыч-

ных условиях в каждый момент времени в фосфорилированном

состоянии может находиться только одна из субъединиц фермен-

та. Вторая субъединица может связать молекулу субстрата. Когда

это происходит, она фосфорилируется, а ее партнер одновремен-

но освобождает ковалентно присоединенный фосфат и может в

свою очередь быть фосфорилирован другой молекулой субстрата.

Таким образом, две половины фермента осциллируют между фос-

форилированным и нефосфорилированным состояниями, которые

предположительно связаны конформационным переходом.

2. Кон и сотр. [130, 131] объяснили данные для креатинкина-

зы по релаксации линии спектра ЯМР взаимодействием иона

металла-активатора с двумя фосфатными группами АДФ, а не с

фосфорильной группой, переносимой от креатина к АДФ. Это со-

гласуется с механизмом элиминирования метафосфата, тем более

что неферментативный гидролиз креатинфосфата также протека-

ет с отщеплением метафосфата [132], поскольку креатин пред-

ставляет собой весьма благоприятную уходящую группу. Следо-

вательно, для этого фермента механизм бидентатной активации

можно исключить. Он может все же существовать для ферментов,

которые катализируют перенос фосфорильной группы между худ-

шими уходящими группами и для которых ассоциативный меха-

низм может быть более вероятен [36].

Фосфатный перенос и его активация ионами металлов

657;

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. LippmanF., Adv. Enzymol., 1, 99 (1941).

2. Kaplan N. О., Kennedy Е. P. (eds.), Current Aspects of Biochemical Energe-

tics, Academic Press, New York, 1966.

3. Kalckar H. Nl., Biological Phosphorylations, Prentice-Hall, Englewood Cliffs,

N. J., 1969.

4. Atkinson M. R., Morton R. K-, in M. Florkin, H. S. Mason (eds.), Comparative

Biochemistry, Vol. II, Academic Press, New York, 1960, p. 1.

5. Morton R. K in M. Florkin, E. H. Stotz (eds.), Comprehensive Biochemistry,

Vol. 16, Elsevier, New York, 1965.

6. Segel I. H., in J. Williams, E. M. Lansford, Jr. (eds.), The Encyclopedia of

Biochemistry, Reinhold, New York, 1967, p. 642.

7. Bock R. M., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 2,

Academic Press, New York, 1960, pp. 15, 16.

8. Lehninger A., Bioenergetics, W. A. Benjamin, New York, 1965.

9. Racker E., Mechanisms in Bioenergetics, Academic Press, New York, 1965.

10. Kornberg A., in M. Kasha, B. Pullman (eds.), Horizons in Biochemistry, Aca-

demic Press, New York, 1962, p. 251.

11. Cohn M., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 5, Aca-

demic Press, New York, 1961, p. 179.

12. Grunberg-Manago M., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes,

Vol. 5, Academic Press, New York, 1961, p. 257.

13. Cohn M., J. Biol. Chem., 180, 771 (1949).

14. Bruice T. C., Benkovic S., Bioorganic Mechanisms, Vol. II, W. A. Benjamin,

New York, 1966, Ch. 5.

15. Quin L. D., in J. Hamer (ed.), 1,4-Cycloaddition Reactions, Academic Press,

New York, 1967, pp. 47—96.

16. Westheimer F. H., Accounts Chem. Res., 1, 70 (1968).

17. DiSabato G., Jencks W. P., J. Am. Chem. Soc., 83, 4400 (1961).

18. Kirby A. J., Varvoglis A. G., J. Am. Chem. Soc., 89, 415 (1967).

19. Schmidt G., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 5,

Academic Press, New York, 1961, p. 37.

20. Stadtman T. C., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 5,

Academic Press, New York, 1961, p. 55.

21. Byrne W. L., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 5,

Academic Press, New York, 1961, p. 73.

22. Heppel L. A., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 5,

Academic Press, New York, 1961, p. 49.

23. Kunitz M., Robbins P. W., in P. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The En-

zymes, Vol. 5, Academic Press, New York, 1961, p. 169.

24. Cori C. F., Brown D. H., in M. Florkin, E. H. Stotz (eds.), Comprehensive Bio-

chemistry, Vol. 15, Elsevier, New York, 1964, p. 212.

25. Barnard E. A., A. Rev. Biochem., 38, 677 (1969).

26. Revel H. R., Racker E., Biochim. Biophys. Acta, 43, 465 (1960).

27. Hanson A. W, Applebury M. L., Coleman J. E., Wyckoff H. W., Richards F. M ,

J. Biol. Chem., 245, 4975 (1970).

28. Reid T. W., Wilson I. B., in P. D. Boyer (ed.), The Enzymes, 3rd edn., Vol. 4,

Academic Press, New York, p. 373.

29. Horiuchi T., Horiuchi 5., Mizuno D., Nature, 183, 1528 (1959).

30. Torriani A., Biochim. Biophys. Acta, 38, 460 (1960).

31. Garen A., Levinthal C, Biochim. Biophys. Acta, 38, 470 (1960).

32. Stadtman T. C., in P. D. Boyer et al. (eds.), The Enzymes, Vol. 5, Academic

Press, New York, 1961, p. 55.

33. Heppel L. A., Harkness D. R., Hilmoe R. J., J. Biol. Chem., 237, 841 (1962).

34. Neumann H., Boross L., Katchalski E., J. Biol. Chem., 242, 3142 (1967).

35. Neumann H., J. Biol. Chem., 243, 4671 (1968).

'<658

Глава 17

36. Breslow R., Katz 1., J. Am., Chem. Soc., 90, 7376 (1968).

37. Wilson I. В., Dayan 1., Cyr K., J. Biol. Chem., 239, 4182 (1964).

38. Garen A., Levinthal C., Biochim. Biophys. Acta, 38, 470 (1960).

39. Simpson R. T., Vallee B. L., Tait G. H., Biochemistry, 7, 4336 (1968).

40. Applebury M. L., Coleman J. E., J. Biol. Chem., 244, 308 (1969).

41. Levinthal C., Signer E. R., Fetherotf K- Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 48, 1230

(1962).

42. Rothman F., Byrne R., J. Mol. Biol., 6, 330 (1963).

43. Schlesinger M. /., Barret K., J. Biol. Chem., 240, 4284 (1964).

44. Reynolds J. A., Schlesinger AL 1., Biochemistry, 8, 4287 (1969).

45. Cohen S. R., Wilson 1. B., Biochemistry, 5, 904 (1966).

46. Csopak H., Eur. J. Biochem., 7, 186 (1969).

47. Reynolds J. A., Sehlesinger M. I., Biochemistry, 6, 3552 (1967); 7, 2080

(1968).

48. Simpson R. T., Vallee B. L., Biochemistry, 7, 4343 (1968).

49. Lazdunski C., Petitclere C., Lazdunski AL, Eur. J. Biochem., 8, 510 (1969).

50. Csopak H., Falks K. E., FEBS Lett., 7, 147 (1970).

51. Applebury AL L., Johnson B. P., Coleman J. E., J. Biol. Chem., 245, 4968

(1970).

52. Gottesman M., Simpson R. T., Vallee B. L., Biochemistry, 8, 3776 (1969).

53. Tait G. H., Vallee B. L., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 56, 1247 (1966).

54. Lazdunski C., Lazdunski AL, Eur. J. Biochem., 7, 294 (1969).

55. Applebury AL L., Coleman J. E., J. Biol. Chem., 244, 709 (1969).

56. Dori Z., Gray H. B., J. Am. Chem. Soc., 88, 1394 (1966).

57. Ciampolini AL, Nardi N., Inorg. Chem., 6, 445 (1967).

58. Tait G. H., Vallee B. L., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 56, 1247 (1966).

59. Reynolds J. A., Schlesinger AL J., Biochemistry, 8, 589 (1969).

60. Engstrom L., Agren G., Acta Chem. Scand., 12, 357 (1958).

61. Schwartz J. H., Lippman F., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 47, 1996 (1962).

62. Wilson 1. B., Dayan J., Biochemistry, 4, 645 (1965).

63. Levine D., Reid T. W., Wilson I. B., Biochemistry, 8, 2374 (1969).

64. Reid T. W., Pavlic AL, Sullivan D. ]., Wilson I. B., Biochemistry, 8, 3184

(1969).

65. Aldridge W. N.. Barman T. E., Gutfreund H., Biochem. J., 92, 23c (1964).

66. Fernley H. N., Walker P. G., Biochem. J., 10, lip (1968).

67. Femley 11. N., Walker P. G., Nature, 212, 1435 (1966).

68. Trentham D. R., Gutfreund H., Biochem. J., 106, 455 (1966).

69. Gutfreund H., Biochem. J., 110, lip (1968).

70. Halford S. E., Bennett /V. Cr, Trentham D. R., Gutfreund H., Biochem. J., 114,

243 (1969).

71. Lazdunskl C., Petitclerc C., Chappelet D., Lazdunski AL, Biochem. Biophys.

Res. Commun., 37, 744 (1969).

72. Ko S. H. D., Kezdy F. 1., J. Am. Chem. Soc., 89, 7139 (1967).

73. Fife W. К., Biochem. Biophys. Res. Commun., 28, 309 (1967).

74. Engstrorn L., Biochim. Biophys. Acta, 56, 606 (1962), Arkiv. Kemi, 19, 129

(1962).

75. Pigretti AL AL, Milstein C., Biochem. J., 94, 106 (1968).

76. Simpson R. T., Vallee B. L., Biochemistry, 9, 953 (1970).

77. Levitzki .4., Koshland D. E., Jr., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 62, 1121

(1969).

78. Lipscomb W. N., Hartsuck J. A., Quiocho F. A., Reeke G. N., Jr., Proc. Natn.

Acad. Sci. U. S., 64, 28 (1969).

79. Mildvan Л. S., in P. D. Boyer (ed.), The Enzymes, 3rd edn., Vol. I, Academic

Press, New York, 1970.

80. Hellerman L., Physiol. Rev., 17, 454 (1937).

81. Mildvan A. S.. Cohn M., Leigh J. 5., Jr., Biochemistry, 6, 1805 (1967).

82. Riepe M. C., Wang J. H., J. Biol. Chem., 243, 2779 (1968).

Фосфатный перенос и его активация ионами металлов

659;

83. Cohn M., Leigh J. S., Jr., Nature, 193, 1037 (1962).

84. Cuatrecasas P., Fuchs S., Anfinsen С. В., J. Biol. Chem., 242, 3063 (1967).

85. Cuatrecasas P., Tanuichi H., Anfinsen С. В., Brookhaven Symp. Biol., 21, 172

(1968).

86. Arnone A., Bier С. I., Cotton F. A., Hazen E. E., Jr., Richardson D. C.,

Richardson J. S., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 64, 420 (1969).

87. Sillen L. G., Martell A. E., Stability Constants of Metal Complexes, The Che-

mical Society, London, 1964.

?8. Lindahl T., Adams A., Fresco J. R., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S., 55, 941

(1966).

84. Cooperman B., Lloyd G. J., J. Am. Chem. Soc., 93, 4883 (1971).

90. Breslow R., Chipman D., J. Am. Chem. Soc., 87, 4195 (1965).

9!. Lowenstein J. M., Biochem. J., 70, 222 (1958).

92. Tetas M., Lowenstein J., Biochemistry, 2, 350 (1963).

93. Bender M. L., in «Reactions of Coordinated Ligands and Homogeneous Cata-

lysis», Adv. Chem. Ser., 37, 19—35 (1963).

94. Koshtand D. E., J. Am. Chem. Soc., 74, 2286 (1952).

95. Spiro T. G., Kjellstrom W. A., Zydel M. C., Butow R. A., Biochemistrv, 7. 859

(1968).

96. Hofstetter R., Murakami Y., Mont G., Martell A. E., J. Am. Chem. Soc.. 84,

3041 (1962).

97. Bamann E., Mutterlein W. D., Chem. Ber., 91, 471, 1322 (1958), and oter re-

ferences cited therein to the work of Bamann and his associates.

98. Dimroth K., Witzel H., Hulsen W., Mirbach H., Ann., 620, 94 (1959).

99. Butcher W. W., Westheimer F., J. Am. Chem. Soc., 77, 2420 (1955).

100. Brintziner H., Hester R. E., Inorg. Chem., 5, 980 (1966).

101. Cruichshank D. W. J., J. Chem. Soc., 1961, 5486.

102. McCallum G. H., Robertson J. M., Sim G. A., Nature, 184, 1863 (1959).

103. Tables of Interatomic Distances and Configuration in Molecules and Ions, Spe-

cial Publication No. 11, The Chemical Society, London 1958.

101. Geller S., Durand J. L., Acta Cryst., 13, 325 (1960).

105. Calvo C., Ionrg. Chem., 7, 1345 (1968).

106. Eichhorn G. L., in S. Kirschner (ed.), J. C. Bailar Symposium on Coordination

Chemistry, Plenum Press, New York, 1969, p. 92.

107. Butzow J. /., Eiehhorti G. L., Biopolymers, 3, 95 (1965).

108. Gustafson R. L., Martell A. E., J. Am. Chem. Soc., 84, 2309 (1962).

109. Bamann E., Fischer F., Trapmann H., Biochem. 2., 325, 413 (1954).

110. Bamann E., Trapmann H., Adv. Enzymol., 21, 169 (1959).

111. Butcher W. W., Westheimer F. H., J. Am. Chem. Soc., 77, 2420 (1955).

112. Selwyn M. /., Nature, 219. 490 (1968).

113. Buckingham D. A., Foster D. M., Sargeson A. M., J. Am. Chem., Soc., 91. 3451

(1969).

114. Davis R. P., in P. D. Boyer, H. Lardy, K. Myrback (eds.), The Enzymes, Vol. 5,

2nd edn., Academic Press, New York, 1961, p. 545.

115. Edsall J. T., Harvey Lect. Ser., 62, 191 (1967).

116. Cooperman B., Biochemistry, 8, 5005 (1969).

117. Miller D. L., Ukena T., J. Am. Chem. Soc., 91, 3050 (1969).

118. Farrell F. J., Kjellstrom W., Spiro T. G., Science, 164, 320 (1969).

119. Haake P. C., Westheimer F. H., J. Am. Chem. Soc., 83, 1102 (1961).

120. Covitz F., Westheimer F. H., J. Am. Chem. Soc., 85, 1773 (1963).

121. Dennis E. A., Westheimer F. H., J. Am. Chem. Soc., 88, 3432 (1966).

122. Steitz T. A., Lipscomb W. H., J. Am. Chem. Soc., 87, 2488 (1965).

123. Cohn M., Hughes T. R., Jr., J. Biol. Chem., 235, 3250 (1960); 237, 176

(1962).

124. Sternlicht H., Shulman R. G., Anderson E. W., J. Chem. Phys., 43, 3123

(1965).

'<660

Глава 17

!25. Bunton С. A., Llewellyn D. R., Oldham К. G., Vernon С. A., J. Chem. Soc.,

3574 (1958).

126. Lincoln F., Stranks D. R., Aust. J. Chem, 21, 57 (1968).

127. Mildvan A. S., Leigh J, S., Jr., Cohn M., Biochemistry, 6, 1805 (1967).

128. Lazdunski C., Chappelet D., Petitclerc C., Leterrier F., Douzou P.. Lazdun-

ski M., Eur. J. Biochem, 17, 239 (1970).

129. Lazdunski M., Petitclerc C, Chappelet D., Lazdunski C., Eur. J. Biochem, 20,

124 (1971).

130. Cohn M., Reuben J., Accounts Chem. Res, 4, 215 (1971).

131. Leigh J. S., Jr., Ph. D. Dissertation, University of Pennsylvania, 1971.

132. Haake P., Allen G. W., Proc. Natn. Acad. Sci. U. S, 68, 2691 (1971).

ГЛАВА 18

КИНАЗЫ

У. Дж. О'Сулливан

O'Sullivati W. У, Department of Medicine, University

of Sydney, Sydney, N. S. W, Australia

1. ВВЕДЕНИЕ

Киназы составляют большую группу ферментов, катализирую-

щих перенос концевой фосфорильной группы от АТФ к молекуле

акцептора по общему уравнению:

АТФ

- + HX <—>- АДФ

- + PX

" + H+ (1)

Читателю можно порекомендовать обзор Нордли и Ларди [1], в

котором рассматриваются различные типы молекул акцепторов,

другие обзорные статьи шестого тома «Ферменты» [2], посвящен-

ные многим отдельным киназам, а также рекомендации Комис-

сии по ферментам о включении индивидуальных ферментов в эту

группу [3]. В данной главе мы попытались сделать некоторые

обобщения и проиллюстрировать их на примерах нескольких

более подробно изученных ферментов.

С точки зрения основной концепции этой книги наиболее ин-

тересным представляется обязательное участие катионов двухва-

лентных металлов в киназных реакциях. Чаще всего это Mg

который является, вероятно, самым типичным физиологическим

активатором. Обычно магний можно заменить марганцем. Воз-

можно также участие и других ионов двухвалентных металлов —

Со

+, Zn

+ [2]. Многие киназные реакции активируются каль-

цием, однако для некоторых он является ингибитором. Такие раз-

личия, по-видимому, обусловлены разными типами взаимодейст-

вий с ионами Ca

+. По классификации Кон [4, 5] (основанной на

изучении спектров ЯМР), ферменты, активируемые кальцием,

относятся к типу I. В этом случае металл связывается с фермен-

том не непосредственно, а через молекулу субстрата (Е—S—М).

При ингибировании кальцием он, скорее всего, присоединяется

прямо к белку (тип II, E—M—S, см. гл. 14).

Исследование характера взаимодействия ферментов, субстра-

тов и активаторов в киназных реакциях потребовало привлечения

многих физико-химических методов. Наряду с традиционными

43—2451

'<662

Глава

способами изучения равновесий к ним относятся методы коорди-

национной химии и тонкие химические эксперименты (темпера-

турный скачок и т.п.). Но наиболее полезным для выяснения

природы ферментативной реакции оказалось использование мето-

дов магнитного резонанса, применение которых основано на па-

рамагнитных свойствах ионов Mn

+ [4, 5].

Основное внимание в данной главе уделено роли ионов метал-

ла в киназных реакциях. При этом мы старались выделить общие

положения, применимые, по возможности, ко всем киназам, хотя

некоторые ферменты описаны несколько более подробно.

На данной стадии изложения можно указать следующие об-

щие аспекты:

1. Ионы металлов-активаторов образуют умеренно прочные

комплексы с нуклеотидными субстратами. При рН 7—9, где ле-

жат оптимумы рН большинства киназных реакций, главными

компонентами реакционных систем являются МАТФ

, МАДФ~

и т. д. Во многих случаях кинетический анализ свидетельствует о

том, что эти комплексы — «истинные» субстраты реакций, хотя

из этого не всегда можно сделать какие-то выводы о природе

промежуточных комплексов между ферментом, металлом и суб-

стратом [5, 6].

2. Наиболее общими нуклеотидными субстратами являются

адениновые нуклеотиды, АТФ и АДФ. Однако многие киназы,

например креатинкиназа [7, 8] и пируваткиназа [9], обладают

более широкой специфичностью, а для некоторых ферментов

естественными субстратами могут быть и другие нуклеотиды: ГТФ

для ГТФ-аденилаткиназы и ГТФ или ИТФ для фосфоенолпиру-

ваткарбоксикиназы (фосфопируваткарбоксилазы, КФ 4.1.1.32)

[10].

3. Реакции киназ обычно обратимы, хотя для некоторых (на-

пример, для гексокиназы) реакция в направлении образования

АТФ может быть очень медленной (ср. сноски [11, 12] в гл. 14).

4. Значения Км Для металлонуклеотидных субстратов обычно

имеют порядок 10~

—IO

-4

М. Такого же порядка и константы

диссоциации (не обязательно равные величинам Км)

•

5. Молекулярные массы и аминокислотный состав киназ при-

мерно такие же, как и ферментов других групп. Заметно только

относительно большое количество киназ с цистеиновыми остатка-

ми в активных центрах.

6. Реакция в прямом направлении (т. е. перенос фосфориль-

ной группы от АТФ) обычно сопровождается небольшим отрица-

тельным изменением свободной энергии. Аткиноон и Мортон [12]

провели обстоятельный анализ термодинамики реакции переноса

фосфорильной группы. В этой области еще надо многое сделать,

поскольку лишь в немногих работах надлежащим образом учи-

тывалось присутствие различных ионных форм.