Кругликов Р.И. (ред.) Нейрохимические основы обучения и памяти

Подождите немного. Документ загружается.

является существенным, связи в модели представлены

как моносинаптические (рисунок).

Каковы же пластические возможности такой нервной

сети, те условия, которые необходимы для осуществле-

ния пластических перестроек, и те звенья, в^которых

возможны такие перестройки? В первую очередь необхо-

димо предположить, что весьма вероятно, наличие об-

ратной связи от эффекторов, несущей информацию о том,

что движение осуществлено. Кроме того, мы вынуждены

ввести еще два предположения о природе таких обратных

связей, которые, разумеется, нуждаются в эксперимен-

тальной проверке. Первое предположение связано с

наличием латерального торможения в параллельных пу-

тях, например, от командных нейронов. В этом случае

такая тормозная связь может оказывать влияние из всех

используемых в модели типов клеток только на клетки

группы III (см. рисунок). Для осуществления пластиче-

ских изменений необходимы два условия. Первым усло-

вием является активация под влиянием изменения усло-

вий внутренней среды модулирующих нейронов (I—III)

нейросекреторных и моноаминергических, что может

лежать в основе отражения организмом потребности.

Под влиянием этих клеток происходит активация нейро-

нов группы III и затем IV. Можно предположить, что

в процессе такой активации происходит постепенное уве-

личение коэффициента связи между клетками III и IV

групп. Сенсорный стимул, поданный на фоне активации

неспецифических сенсорных (IV) и командных нейронов,

с большей вероятностью вызывает потенциалы действия

в этих клетках и в конечном итоге осуществление дви-

жения, что, в свою очередь, оказывает тормозное дейст-

вие на вставочные элементы группы III параллельного

пути за счет тормозных обратных связей. Если такое

торможение совпадает по времени с активирующим влия-

нием от клеток группы I и II, изменений не произойдет.

В случае снятия активирующего влияния происходит

оттормаживание всех параллельных путей, за исключени-

ем того, который вызвал двигательную реакцию за счет

снижения коэффициента связи между клетками III и

IV групп.

Разумеется, данная модель, основанная на анализе

литературных и собственных данных и ряде предположе-

ний, нуждающихся в экспериментальной проверке, но-

сит дискуссионный характер и скорее представляет одну

из программ дальнейших исследований.

ЛИТЕРАТУРА

1. Ашмарин И. П. Нейромедиаторы и нейромоДуляторы. Эво-

люция соединений и эволюция гипотез // Журн. эволюц. био-

химии и физиологии. 1979. Т. 15, №3. С. 278—282.

2. Балабан П. М. Изменения длительности потенциалов дейст-

вия функционально различных нейронов виноградной улитки

под влиянием серотонина // Нейрофизиология. 1987. Т. 19,

№3. С. 316—322.

3. Коваль Л. М., Кононенко Н. И., Скибо Г. Г. Аксо-соматиче-

ские контакты на пачечном нейроне виноградной улитки и

гистохимическое выявление в них активности аденилатцик-

лазы // Там же. 1982. Т. 14, № 4. С. 435—437.

4. Кононенко Н. И. Роль пептидов в регуляции импульсной ак-

тивности нейрона // Молекуляр. биология. 1980. № 25.

С. 99—104.

5. Кононенко Н. И., Осипенко О. Н. Моносинаптический путь,

ответственный за генерацию пачечной активности в нейроне

ППа1 виноградной улитки // Нейрофизиология. 1987. Т. 19,

№ 1. С. 20—28.

6. Кононенко Н. И., Стефанов А. В. Фактор, модулирующий

электрическую активность пачечного нейрона виноградной

улитки // Там же. 1978. Т. 10, №3. С. 319—321.

7. Кругликов Р. И., Бикбулатова Л. С., Гецова В. М., Орло-

ва Н. В., Рига Т. Н., Сегал О. Л. Основные принципы иссле-

дования влияния нейропептидов на процессы обучения и па-

мяти // ЖВНД. 1986. Т. 36, вып. 6. С. 1011 — 1020.

8. Кругликов Р. И., Бикбулатова Л. С., Орлова Н. В. Влияние

аналогов вазопрессина на формирование и угашение времен-

ных связей и содержание и синтез РНК в неокортексе и гип-

покампе крыс // Изв. АН ЛатвССР. 1986. № 2. С. 81—87.

9. Кругликов Р. И., Бродский Б. Л., Коштоянц О. X., Марка-

рова М. Ю., Чипенс Г. И., Папсуевич О. С. Влияние аналога

вазопрессина на хемореактивные свойства нейронов сенсо-

моторной коры// Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1983.

№ 10. С. 3—5.

10. Кудряшова И. В. Влияние аналога вазопрессина на спонтан-

ную синаптическую активность// ЖВНД. 1987. Т. 37, вып. 3.

С. 578—580.

11. Кудряшова И. В., Логунов Д. Б. Динамика изменения воз-

будимости нейронов при действии аналога вазопрессина у

виноградной улитки // Там же. 1986. Т. 36, вып. 6. С. 1116—

1124.

12. Кудряшова И. В., Орлова Н. В. Участие различных структур

мозга в эффектах вазопрессина на процессы обучения и па-

мяти // Перспективы клинического применения препаратов

пептидной природы. М., 1987. С. 57—61.

13. Максимова О. А., Балабан П. М. Нейронные механизмы

пластичности поведения. М.: Наука, 1983. 126 с.

14. Наточин Ю. В. Функциональная эволюция: истоки и проб-

лемы // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1987. Т. 23,

№2. С. 372—390.

15. Осипенко О. Н. Выделение пептида, инициирующего пачеч-

ную активность у идентифицированного нейрона виноград-

ной улитки // Нейрофизиология. 1984. Т. 16, № 4. С. 488—

492.

16. Осипенко О. Н. Влияние на изолированный «пачечный» ней-

рон улитки эндогенного пептида, инициирующего ритмово-

дящую активность // Там же. 1986. Т. 18, № 4. С. 552—554.

17. Осиповский С. А., Полесская М. М. Реакция идентифициро-

ванного нейрона виноградной улитки на аппликацию пеп-

тидов, медиаторов, простагландинов и циклических нуклео-

тидов // Там же. 1981. Т. 13, № 1. С. 80—87.

18. Папсуевич О. С., Бахарев В. Д., Чипенс Г. И. Действие дез-

9-глицин- (8-аргинин)вазопрессина на вызванный первичный

ответ различных структур головного мозга кролика // Фи-

зиол. журн. 1987. Т 33, № 1, С. 26—30.

19. Полесская М. М., Осиповский С. А. Сравнительный анализ

действия пептидов и норадреналина на идентифицированный

пачечный нейрон виноградной улитки // ДАН СССР. 1981.

Т. 261, №6. С. 1496—1498.

20. Сахаров Д. А. Генеалогия нейронов. М.: Наука, 1974. 183 с.

21. Симонов П. В. На стратегических направлениях изучения

высшей нервной деятельности // ЖВНД. 1987. Т. 37, вып. 1.

С. 3—12.

22. Тамарова 3. А. Влияние вазопрессина и окситоцина на фоно-

вую активность клеток дорсального рога изолированного

спинного мозга крысят // Нейрофизиология. 1985. Т. 17,

№3. С. 314—320.

23. Чепкова А. И. Влияние вазопрессина на свойства длительной

посттетанической потенциации в срезах гиппокампа //

ЖВНД. 1981. Т. 31, вып. 2.

24. Audigier S., Barberis С. Pharmacological characterization of

two specific binding sites for neurohypophyseal hormones in

hippocampal synaptic membranes of the rat // EMBO Journal.

1985. Vol. 4. P. 1307—1312.

25. Barker J. L., Gainer H. Peptide regulation of bursting pace-

maker activity in a molluscan neurosecretory cell // Science.

1974. Vol. 185, N4143. P. 1371 — 1373.

26. Barker J. L., Ifshin M. С., Gainer H. Studies on bursting pace-

maker potential activity in molluscan neurones. III. Effect

on hormones // Brain Res. 1975. Vol. 84. P. 501—513.

27. Barker J. L., Smith T. G. Peptide regulation of neuronal mem-

brane properties // Ibid. 1976. Vol. 103. P. 167—170.

28. Benjamin P. R. Interneuronal network acting on snail neuro-

secretory neurones (yellow cells and yellow-green cells of Lym-

naea) // J. Exp. Biol. 1984. Vol. 113. P. 165—185.

29. BuijsR. M. Intra- and extrahypothalamic vasopressin and oxy-

tocin pathways in the rat // Cell and Tissue Res. 1978. Vol. 192.

P. 423—435.

30. Buijs R. M. Vasopressin and oxytocin — their role in neuro-

transmission // Pharmacol. Ther. 1983. Vol. 22. P. 127—141.

31. Buijs R. M., Swaab D. F., Dogterom J., van Leewen P. W.

Intra- and extrahypothalamic vasopressin and oxytocin path-

way in the rat // Cell and Tissue Res. 1978. Vol. 186. P. 423—

433.

32. Buijs R. M., Swaab D. F. Immuno-electron microscopical de-

monstration of vasopressin and oxytocin pathways in rat //

Cell and Tissue Res. 1979. Vol. 204. P. 355—365.

33. Burlet A., Chateau M., Dreyfuss F. Distribution of immuno-

reactive neurohypophyseal peptides in the rat brain. Diffe-

rential response of hypothalamic nuclei synthesizing vaso-

pressin under various expirimental conditions// Neuropeptides

and neural transmission/Ed. C. Ajmone Marsan, W. Z. Trac-

zyk. N. Y.: Raven press, 1980. P. 315—332.

34. Costanting M. G. Properties of the specific binding site for

arginine vasopressin in rat hippocampal synaptic membrane

// J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259, N 19. P. 1739—1745.

35. Coyper P. E. An analysis of the bursting behaviour of the Ap-

lisia R15 neurone during exposure to normoxia and hypoxia

with and without external calcium present // Сотр. Biochem.

and Physiol. 1986. Vol. 85, N 1. P. 121—127.

36. De Kloet E. R., Rotteveel F., Voorhuis Th. A. M., Terlou M.

Topography of binding sites for neurohypophyseal in rat bra-

in // Europ. J. Pharmacol. 1985. Vol. 110. P. 113—119.

37. Demotes-Mainard J., Chauveau J., Rodrigues P., Vincent J. D.,

Poulain D. A. Septal release of vasopressin in response to os-

motic, hypovolemic and electrical stimulation in rat // Brain

Res. 1986. Vol. 381, N2. P. 314—321.

38. De Wied DGaffori 0., van Ree J. M., de Jong W. Central

target for the behavioral effects of vasopressin neuropepti-

des // Nature. 1984. Vol. 308. P. 276—278.

39. De Wied D. Peptides and behavior // Life Sci. 1977. Vol. 20,

N 2. P. 195—204.

40. Ermisch A., Landgraf R., Mobius P. Vasopressin and oxytocin

in brain areas of rats with high or low behavioral performan-

ce// Brain Res. 1986. Vol. 379, N 1. P. 24—29.

41. Gorman A. L. F., Hermann A., Thomas M. V. Ionic require-

ments for membrane oscillations and their dependence on the

calcium concentration in a molluscan pacemaker neurone //

J. Physiol. (Gr. Brit.). 1982. Vol. 327. P. 185—217.

42. Heuven-Molsen D. Interaction of vasopressin with the nigro-

striatal dopamine system: site and mechanism of action //

Brain Res. 1985. Vol. 337, N 2. P. 269—276.

43. Ifshin M. S., Gainer H., Barker J. L. Peptide factor extracted

from molluscan ganglia that modulates bursting pacemaker

activity // Nature. 1975. Vol. 254. P. 72—74.

44. Iversen L. L. Function and distribution of peptides in the

nervous system // Biochem. Soc. Trans. 1985. Vol. 13, N 1.

P. 35—37.

45. Jolkonen J., Lehtien M., Soininen H., Sennef C., Riekkinen P.

Enhanced monoaminergic neurotransmission by desglycina-

mide-arginine vasopressin in human subjekts// Neurosci.

Lett. 1987. Vol. 76, N 3. P. 312—315.

46. Joels M., Urban I. J. A. The effect of microiontophoretical-

ly applied vasopressin and oxytocin on single neurones in the

septum and dorsal hippocampus of the rat /V Ibid. 1982. Vol.

33. P. 79—84.

47. Krieger D. T. Brain peptides: what, where and whv? /V Scien-

ce. 1983. Vol. 222, N 4627. P. 975—985.

48. Lacsi F., Vecsernyes M., Kovacs G. L., Szabo G., Janaky Т.,

Telegdy G., Laszlo F. A. Effects of p-endoprhin

-8 on vaso-

pressin and oxytocin levels in hypothalamic and limbic brain

regions// Brain Res. 1987. Vol. 303, N 1. P. 155—157.

49. Levitan I. В., Treistman S. N. Modulation of electrical acti"

vity and cyclic nucleotide metabolism in molluscan nervous

system by a peptide containing nervous system extract II Ibid.

1977. Vol. 136, N 2. P. 307—317.

50. Lichtensteiger W., Felix D. Vasopressin and ACTH

: stu-

dies on individual giant dopamine neurons of the snail Pla-

nobius corneus // Neuropeptides and neural transmission:

Proc. UNESCO—IBRO Symp. N. Y., 1980. P. 333—341.

51. Neurohypophysis: Structure, function and control // Progr.

Brain Res. 1983. Vol. 60.

52. Ogata N. Pharmacological characterization of the magnocellu-

lar neuroendocrine cells of the guinea pig supraoptic nucleus

in vitro // Neuropharmacology. 1984. Vol. 23, N 10. P. 1215—

1218.

53. Olpe H. R., Baltzer V. Vasopressin activates noradrenergic

neurons in the rat Locus coeruleus: a microiontophoretic in-

vestigation // Europ. J. Pharmacol. 1981. Vol. 73. P. 377—378.

54. Onozuka AL, Furuichi H., Kichii K-, Imai S. Membrane proper-

ties and intracellular biochemical processes during vasopres-

sin-induced activity in snail neurons // Neurosci. Res. 1986.

Vol. 4, N 1. P. 37—50.

55. Renaud L. P., Padjen A. Electrophysiological analysis of

peptide action in neural tissue // Centrally acting peptides.

L.: McMillan, 1978. P. 59—84.

56. Steardo L., Iovino M. Vasopressin release after enhanced sero-

toninergic transmission is not due to activation of the peri-

pheral renin-angiotensin system // Brain Res. 1986. Vol. 382,

N 1. P. 145—148.

57. Swaab D. F., Nijveld F., Pool C. W. Distribution of oxytocin

and vasopressin in the rat supraoptic and paraventricular nuc-

leus // Endocrinology. 1975. Vol. 67. P. 461—462.

58. Telegdy G., Kovacs G. L. Role of monoamines in mediating the

action of ACTH, vasopressin and oxytocin // Central nervous

system effects of hypothalamic hormones and other peptides.

N. Y.: Raven press, 1979. P. 189—205.

59. Tiberiis В. E., McLennan H., Wilson N. Neurohypophyseal

peptides and the hippocampus. II. Excitation of rat hippocam-

pal neurones by oxytocin and vasopressin applied in vitro //

Neuropeptides. 1983. Vol. 4, N 1. P. 73—86.

60. Van Leeuwen F. W. Vasopressin receptors in the brain and pi-

tuitary // Vasopressin, principles and properties / Ed.

D. M. Gash, G. J. Boer. N. Y., 1987. P. 477—496.

61. Vincent J. £>., Poulain D., Arnauld E. Electrophysiology of

vasopressinergic neurons in the hypothalamus // Neuropepti-

des and neural transmission/Ed. C. A. Marsan, W. Z. Trac-

zyk. N. Y.: Raven press, 1980. P. 281—291.

62. Wicholl R. A., Barker J. L. The pharmacology of recurrent

inhibition in the supraoptic neurosecretory system // Brain

Res. 1971. Vol. 35. P. 501-511.

63. Wimersma G. Tj. В., Burbach J. P. #., Veldhuis H. D. Vasop-

ressin and oxytocin, their presence in the central nervous system

and their functional significance in brain processes related

to behaviour and memory// Acta endocrinol. 1986. Vol. 112.

P. N 1. P. 85—94.

УДК 612.822.3

НЕПОСРЕДСТВЕННЫЕ И ОТДАЛЕННЫЕ ЭФФЕКТЫ

ДЕЙСТВИЯ ДГ-АВП

НА ПЕРЕЖИВАЮЩИЕ СРЕЗЫ ГИППОКАМПА

И. Е. Кудряшов, Е. М. Ив'анова

Переживающие срезы мозга как объект нейробиологиче-

ских исследований обладают несомненными достоинст-

вами, вытекающими из самого способа их приготовления:

они изолированы от внутренней среды организма, от его

гормональных, синаптических и эфаптических воздейст-

вий. Это в первую очередь относится к поперечным сре-

зам гиппокампа, сохраняющим нормально функциони-

рующие внутренние системы связей, доступные локаль-

ным экспериментальным воздействиям. Все это дает воз-

можность моделировать различные афферентные влияния

на произвольно выбранные, функционально изолиро-

ванные локальные участки мозга, что в значительной сте-

пени упрощает анализ и интерпретацию полученных ре-

зультатов.

Поскольку многие авторы считают гиппокамп ключе-

вой структурой для закрепления и длительного хранения

информации, интересно было бы исследовать возмож-

ность участия нейропептидов в происходящих в этой

структуре пластических процессах, которые к настоя-

щему времени являются достаточно хорошо изученными

на поведенческом и биохимическом уровнях. В первую

очередь это относится к длительной потенции (ДП), ко-

торая на переживающих срезах гиппокампа не только по-

лучена во всех синаптических системах, но в основном

и изучена на этом объекте как явление. Показано, что

развитие ДП может происходить после чрезвычайно сла-

бых в энергетическом отношении воздействий [22, 23, 28),

особенно если снижена эффективность гамкергической

передачи введением бикукуллина или пикротоксина [27]

или увеличена концентрация внеклеточного кальция.

В настоящее время складывается представление, что

электрические или фармакологические воздействия, вли-

яющие на формирование ДГ1, реализуются в конечном

итоге через ЫМДА-рецепторы, активация которых про-

исходит лишь при достаточном уровне деполяризации

мембраны нейрона [14, 25, 29].

Было бы странным, если бы такое сложное пластиче-

ское явление, как ДП, по мнению большинства авторов,

так или иначе связанное с механизмами условного реф-

лекса [2] и с обучением в целом [1, 19, 26], не было

подвержено влиянию нейропептидов. Так, показано, что

опиоидные пептиды при введении в перфузионную среду

увеличивают амплитуду ДП [9]. Однако блокада их ре-

цепторов налоксоном может привести к неоднозначному

результату: либо к блокаде ДП, но не во всех случаях

17], либо к даже некоторому увеличению ДП, что, воз-

можно, объясняется гетерогенностью рецепторов.

При исследовании влияния нейропептидов на разви-

тие ДП в гиппокампе особое внимание, по-видимому,

следует уделять вазопрессину и его аналогам как веще-

ствам, для которых доказано участие именно в процес-

сах, обеспечивающих длительное хранение информации.

Вазопрессин и его аналоги, действительно, оказывают

влияние на развитие ДП. В частности, лизин-вазопрес-

син, не влияя на амплитуду ДП, увеличивает ее длитель-

ность по крайней мере в 1,5 раза [5]. В нашей работе ис-

пользовался ДГ-АВП — синтетический аналог вазопрес-

сина, лишенный основных гормональных эффектов при-

родного нейропептида, однако оказывающий выражен-

ное влияние на длительность сохранения поведенческого

условного рефлекса.

При полном отсутствии данных о влиянии ДГ-АВП

на ДП, сведения о существенных перестройках активно-

сти нейронов, в том числе и гиппокампальных, содер-

жатся в ряде работ, проведенных на позвоночных и бес-

позвоночных животных (см. статью И. В. Кудряшовой).

С учетом данных об активном влиянии ДГ-АВП на отдель-

ные нейроны 14] представляется вполне закономерным

переход к исследованию особенностей действия ДГ-АВП

на формирование ДП в изолированных срезах гип-

покампа. Видимо, идя таким путем, можно рассчитывать,

имея в виду близость механизмов ДП и классических

форм обучения, а также достигнутый уровень исследова-

ний этого феномена, приблизиться к пониманию нейрофи-

зиологических механизмов участия аналогов вазопрес-

сина в организации процессов обучения и памяти. Во

всяком случае, это направление может оказаться вполне

оправданным способом использования нейропептидов как

инструментов познания работы мозга.

Приготовление и инкубирование срезов производи-

лось по общепринятой методике. Состав перфузионной

среды (в мМ): NaCl 124; КС1 5,0; КН

Р0

1,25; MgS0

X 7Н

0 1,3, СаС1

2,5; NaH

1,0; глюкоза 10,

электродов на срезе

на примере фокального ответа показан способ измерения его амплитуды

NaHC0

26. Регистрация суммарной электрической ак-

тивности производилась в полеСА-1 стеклянным микро-

электродом. Раздражающие электроды — стеклянные ми-

кропипетки — заполнялись перфузионной средой и уста-

навливались в str. radiatum, str. oriens, str. moleculare,

зонах прохождения афферентных путей соответственно

коллатералей Шаффера, перфорантного пути и септаль-

но-коммисуральных путей (рис. 1). Интенсивность сти-

муляции в 1,5—2 раза превышала значения порога для

вызова поп-спайка. Тестирование синаптических входов

производилось группами из пяти предъявлений стимула

с интервалом между импульсами 10 с, а между группа-

ми — 5—6 мин. В ряде случаев делались перерывы в тес-

тировании в 15 мин (на рисунках'не показано). В каждой

серии по очереди тестировались все пути. Для тетаниза-

ции использовалась пачка из 15 импульсов частотой

50 Гц. На фоне депрессии ответов количество пачек уве-

личивалось в некоторых случаях до 5—7.

ДГ-АВП разводился в перфузионной среде непосред-

ственно перед применением в трех концентрациях (в М):

10~

, 5-10~

и 10~

. Замена среды в экспериментальной

камере осуществлялась переключением сосуда-источни-

ка. После переключения раствор, содержащий ДГ-АВП,

достигал среза в среднем за 2 мин и благодаря устройству

притока—оттока практически с этого момента в окрест-

ностях среза создавалась действующая концентрация

ДГ-АВП. Полностью раствор в камере замещался за

1—>1,5 мин.

Реакции на ДГ-АВП, наступающие практически сра-

зу по достижении раствором перфузионной камеры, были

неоднозначными. В зависимости от концентрации веще-

ства в растворе, а также, по-видимому, от толщины и со-

стояния среза наблюдаемые эффекты существенно отли-

Рис. 2.Разныетипывлия-

ния ДГ-АВП на реактив-

ность переживающих

срезов гиппокампа

А — реакция на введение

ДГ-АВП (момент введения

отмечен вертикальной чер-

той); Б — реакция на отмыва-

ние. По оси ординат — ампли-

туды фокальных ответов, в %

от контрольного уровня (до

введения пептида), по оси абс-

цисс — номера стимулов. Ре-

акции усреднены по пяти

предъявлениям стимула и кривые выравнены методом скользящей средней.

Остальные объяснения в тексте

чались друг от друга. Основной тип реакции состоял в

следующем: при появлении пептида в перфузионной ка-

мере происходило резкое увеличение амплитуды популя-

Рис. 3. Сравнение динамики изменений, вызванных ДГ-АВП, в

разных синаптических входах в опыте 12 (1) и опыте 18 (2)

В, — момент введения ДГ-АВП; В

— увеличение концентрации ДГ-АВП

в перфузате приблизительно в 3 раза; О — отмывание пептида; ПП. КШ, ОР —

стимуляция соответственно перфорантного пути, коллатералий Шаффера,

str. oriens; Т — тетанизация перфорантного пути 15 импульсов 50 Гц. Ос-

тальные обозначения те же, что на рис. 2

ционного спайка, вызванного стимуляцией любого из

трех входов в полеСА-1 (рис. 2, 1 и рис. 3). Ответы оста-

вались увеличенными на протяжении всего периода

прикладывания ДГ-АВП, достигавшего в ряде случаев

часа и более. Незначительное увеличение концентрации

пептида в этот период могло привести к дополнительному

возрастанию амплитуды ответа. В опыте, представлен-

ном на рис. 3, 1, такое увеличение концентрации пептида

было произведено на 56-й минуте перфузии, после чего

ответ возрастал и держался еще 20 мин. Поведение от-

ветов в разных синаптических системах в основном но-

сило синергичный характер, однако в силу различного

первоначального приращения ответов в определенный

момент могла наступить такая ситуация, что изменения