Климнюк С.І., Ситник І.О., Творко М.С., Широбоков В.П. Практична мікробіологія: Посібник

Подождите немного. Документ загружается.

Розділ 4. Фізіологія бактерій

натрію. Цей метод не забезпечує повної стерилізації,

оскільки спори деяких видів бацил і клостридій

витримують кип’ятіння протягом декількох годин.

Стерилізацію сухим жаром у сухожаровій

шафі проводять при 160 °С протягом 120-150 хв,

або при 180 °С – 45-60 хв після досягнення заданої

температури (рис. 15). Стерилізують переважно

скляний посуд. Перевага цього методу над іншими

полягає в тому, що не пошкоджується скло, не відбу-

вається корозії металевих інструментів. Його мож-

на використати для стерилізації термостійких по-

рошків та інших речовин. Одним з недоліків дано-

го методу є достатньо тривалий строк стерилізації.

Крім того, при високих температурах може відбу-

тися обвуглювання і загоряння ватних пробок, паперу, в який загорнутий посуд.

Стерилізація парою під тиском – найнадійніший метод повного знищення

бактерій та їх спор. Він досягається дією пари, температура якої під тиском вища,

ніж при кип’ятінні. Таку стерилізацію проводять в автоклаві. Стерилізація парою

під тиском більш ефективна, ніж дія сухого жару.

Існують різноманітні електричні автоклави, які відрізняються між собою за

розмірами, формою, розташуванням (вертикальні та горизонтальні), вони можуть

бути з ручним керуванням, напівавтоматичні й автоматичні.

Конструктивно всі типи автоклавів представляють собою двостінний міцний

металевий котел циліндричної форми з кришкою, яка герметично закривається, що

дозволяє витримати високий тиск (рис. 16). Внутрішня частина автоклаву є стерилі-

заційною камерою (1), в яку вміщують матеріал, що стерилізується. Вона має спеці-

альний кран для виходу повітря (2) і манометр (3) із запобіжним клапаном (4). Ма-

нометр визначає робочий тиск пари в камері, а запобіжний клапан сприяє виходу

надлишку пари з метою запобігання розриву автоклава. Дистильовану воду в водо-

парову камеру заливають через спеціальну лійку (6), стежачи за її рівнем у спеці-

альній водомірній трубці (7). Пара із водопарової камери поступає в стерилізаційну

камеру через спеціальні отвори в її верхній частині. Сучасні автоклави мають мано-

метри і автоматичні регулятори включення і відключення струму, тримаючи заданий

тиск, а отже й задану температуру всередині автоклава. Робота з ним вимагає суво-

рого дотримання правил безпеки, які викладені в інструкції до кожного автоклава.

Основні правила роботи з автоклавом

1. Перед початком роботи слід ретельно оглянути автоклав, його контрольно-

вимірювальну апаратуру, перевірити пружність резинової прокладки, кріплення

кришки стерилізаційної камери.

2. Через спеціальну лійку до рівня відмітки на водомірній трубці в автоклав

заливають дистильовану воду і закривають кран.

3. Необхідний матеріал вміщують у стерилізаційну камеру і закривають гер-

метично кришкою автоклава. Бажано стежити, щоб предмети не розташовувались

Рис. 15. Сухожарова шафа.

Частина І. Загальна мікробіологія

в автоклаві дуже тісно, оскільки між ним повинна проходити пара. В іншому ви-

падку вони можуть залишитись нестерильними через відсутність нагріву до необ-

хідної температури.

4. Відкривають кран, який з’єднує стерилізаційну камеру з оточуючим сере-

довищем, і включають електричний нагрів.

5. Після того, як почався процес утворення пари, необхідно видалити повітря

із стерилізаційної камери. Для цього пару і конденсат відводять у спеціальну по-

судину з водою або в каналізацію. Чисту пару, яка виходить з автоклава з рівном-

ірним шиплячим звуком, протягом 10 хв пропускають через камеру, а потім закри-

вають паровідвідний кран.

6. Доводять тиск пари до рівня, якого вимагає режим стерилізації. Для цього

враховують співвідношення показників тиску манометра і температури кипіння

води (табл. 1).

7. По завершенні циклу стерилізації автоклав відключають. Тиск в автоклаві

поступово падає і зрівнюється з атмосферним. Тоді відкривають випускний кран

і поступово випускають надлишок пари у посудину з водою. Недотримання цих

правил може призвести до різкого зниження тиску, внаслідок чого рідина в про-

бірках, колбах, які стерилізувались, бурхливо закипає, змочуючи ватно-марлеві

пробки і навіть виштовхуючи їх. Така ситуація порушує стерильність матеріалу.

В автоклаві при 120 °С протягом 20 хв стерилізують прості живильні середо-

вища (МПБ, МПА), ізотонічні розчини, білизну, перев’язочний матеріал, а при

134 °С – знешкоджують заразні матеріали, відпрацьовані культури бактерій про-

тягом 40 хв. Середовища з вуглеводами не витримують такої обробки, оскільки

вони карамелізуються, у зв’язку з чим їх стерилізують текучою парою.

Стерилізація текучою парою (100 °С) проводиться в автоклаві з незагвин-

ченою кришкою. При нагріванні пара проникає між вкладеними об’єктами й сте-

рилізує їх. Таким способом обробляють середовища з вуглеводами. Оскільки од-

Схема автоклава:

1 – стерилізаційна камера;

2 – кран для виходу повітря;

3 – манометр; 4 – запобіжний

клапан; 5 – водопарова камера;

6 – лійка для заливу автоклава

водою; 7 – водомірна трубка;

8 – отвори для поступлення

пари в стерелізаційну камеру;

9 – захисний кожух;

10 – кришка автоклава;

11 – підставка для розміщення

предметів для стерилізації.

Рис. 16. Автоклав.

Розділ 4. Фізіологія бактерій

норазова дія пари не вбиває спори, застосовують дробну стерилізацію – 3 дні підряд

по 30 хв. Ті спори, які не загинули при першому нагріванні, проростають до на-

ступного дня у вегетативні клітини й гинуть при другій і третій обробці.

Для тих речовин, які не витримують 100 °С (білкові рідини, вітаміни, деякі

ліки), застосовують тиндалізацію – стерилізацію на водяній бані при темпера-

турі 58-60 °С протягом години 5-6 днів підряд. Однак цей метод зараз широко не

застосовується, оскільки вимагає значних затрат часу на його проведення.

Пастеризацією вважають одноразове прогрівання матеріалу до температу-

ри нижче 100 °С, при якій знищуються, в першу чергу, вегетативні форми мікро-

організмів. Цей спосіб вперше запропонував Л. Пастер для знищення безспоро-

вих форм мікробів, переважно патогенних і умовно-патогенних видів. Спори при

цьому залишаються живими, а мікроорганізми, що залишились, стають помітно

ослабленими. Метод широко використовують у харчовій промисловості, коли при

кип’ятінні можуть втратитись органолептичні властивості продуктів. Так прово-

дять термічну обробку молока, пива, вина, різних соків при 70 °С протягом 30 хв

або при 80 °С – 5-10 хв. Пастеризовані продукти зберігаються на холоді.

Згортання (ущільнення) сироватки і яєчних середовищ з одночасною їх сте-

рилізацією проводять у спеціальних згортувачах Коха з електричним підігрівом

(рис. 17). Асептично приготовлені сироватки та

яєчні середовища у нахиленому положенні прогріва-

ють однократно при 80-90 °С одну годину. При

підозрі на мікробну контамінацію їх прогрівають

при тій же температурі три дні підряд.

Механічні методи стерилізації широко вико-

ристовуються в мікробіологічних лабораторіях.

Особливо за тих умов, коли підвищена температура

може зруйнувати субстрати. Це стосується рідких

середовищ і рідин, які містять білки, вітаміни, ан-

тибіотики, вуглеводи, леткі речовини тощо. Метод

можна застосувати для очищення бактеріальних ток-

синів, бактеріофагів від мікроорганізмів. Однак цей

метод вважається менш надійним порівняно із кла-

сичною стерилізацією.

Таблиця 1

Залежність між надлишковим тиском пари, температурою кипіння води

і тривалістю стерилізації

Тиск пари, атм

Температура,

Час стерилізації, хв

0 100 30-60

0,5 112 20-30

1,0 121 15-20

1,5 127 15-20

2,0 134 15

Рис. 17. Апарат для

стерилізації і згортання

(ущільнення) сироватки.

Частина І. Загальна мікробіологія

Механічна (холодна) стерилізація проводиться за допомогою фільтрування

через дрібнопористі антибактеріальні чи антивірусні фільтри. Їх створюють із

спеціальних матеріалів, пронизаних порами, які мають різну форму та йдуть че-

рез фільтр звивисто. Фільтри можна виготовляти із позитивно зарядженого мате-

ріалу, тоді бактерії, що несуть на поверхні негативний заряд ще й взаємодіють з

ним електростатично, а не тільки механічно внаслідок різного діаметру бактерій і

пор. Щоб попередньо перевірити якість фільтрів, використовують дрібні тест-

мікроорганізми (Serratia marcescens або Pseudomоnas aeruginosa). Фільтрат висі-

вають на живильне середовище і витримують при оптимальній температурі про-

тягом 5 днів. При відсутності росту тест-бактерій можна застосовувати фільтр для

стерилізації.

Промисловість різних країн випускає найрізноманітніші фільтри, які різняться

за матеріалом виготовлення й діаметром пор. Мембранні або колоїдні фільтри, які

виготовляють із нітроцелюлози, представляють собою диски діаметром до 35 мм.

Нижче наведено характеристики різних фільтрів (табл. 2).

Таблиця 2

Типи фільтрів

Фільтри країн СНД Фільтри фірми „Мілліпор” Фільтри фірми „Синпор”

номер

фільтра

діаметр пор,

мкм

тип фільтра

діаметр пор,

мкм

тип фільтра

діаметр пор,

мкм

1 0,35 VF 0,01 1 4,0

2 0,5 VM 0,05 2 2,5

3 0,7 VC 0,10 3 1.5

4 0,9 SLGS 0,22 4 0,85

5 1,2 SLHA 0,45 5 0,60

6 3,5 DA 0,65 6 0,40

AA 0,8 7 0.30

RA 1,2 8 0,23

SS 3,0 9 0,17

SM 5,0 10 0,12

У мікробіологічних лабораторіях часто використовують фільтри Зейтца

(рис. 18). Вони представляють собою пластини (диски або квадрати) товщиною

4-6 мм, які виготовляють із суміші азбесту і целюлози.

Однак ці фільтри мають ряд недоліків, які слід враховувати при роботі з ними.

По-перше, можливе забруднення фільтратів сторонніми речовинами, які попада-

ють у нього з фільтра (луги, солі лужних металів, волокна азбесту). По-друге,

азбест внаслідок свого негативного заряду зв’язує деякі речовини з рідини, що

фільтрується. Крім того, слід ретельно перевіряти фільтри перед роботою, щоб не

використовувати ті, які мають механічну деформацію (тріщини, надломи тощо).

Крім азбестових, широко використовуються фарфорові фільтри, вперше зап-

ропоновані Пастером і Шамберланом. Їх інакше називають свічки Шамберлана.

Виготовляють їх із каоліну й кварцового піску та надають форми порожнистого

Розділ 4. Фізіологія бактерій

циліндра, який закритий з одно-

го кінця. Величина пор позна-

чається L

-L

. Фільтри L

-L

антибактеріальними.

Інший тип фільтрів, які ви-

готовляють з інфузорної землі

(діатоміту або кізельгуру), одер-

жав назву свічок Беркефельда.

За своїм зовнішнім виглядом

вони подібні до циліндрів, зам-

кнутих з одного з кінців. Свічки

маркують літерами V, N i W, що

відповідає діаметру пор в межах

відповідно 8-12, 5-7 і 3-4 мкм.

Випускаються ще й стери-

лізуючі фільтри із скла „Пірекс” у вигляді двошарових дисків. Поділяють фільтри

за розміром пор на три основних типи: С, М і Р. Розмір пор у них відповідно ста-

новить понад 1,7, від 1 до 1,7 і менше 1 мкм.

Перед роботою фільтр закріпляють у спеціальному тримачі. Зокрема, азбес-

тові пластинки вміщують між циліндричною й опорною частиною металевого

корпусу апарата Зейтца. Обидві частини з’єднують гвинтами. Зібраний фільтр

вставляють у гумовий корок колби Бунзена з боковим відростком. Повністю вмон-

тований фільтр загортають у папір і стерилізують в автоклаві. Рідину для фільтру-

вання наливають у металевий циліндр, з’єднують боковий відросток колби з ваку-

умним насосом, щоб створити вакуум у колбі й прискорити фільтрування. Фільтрат

у колбі буде стерильним.

Хімічним способом стерилізують вироби з гумових і полімерних матеріалів.

Для цього використовують 6 % розчин перекису водню, в який занурюють вироби

на 6 год при 18 °С і на 3 год при 50 °С. Можна застосувати розчин дексона з

експозицією 45 хв при 18 °С. Після закінчення стерилізації вироби двічі прополі-

скують у стерильній дистильованій воді, кожного разу змінюючи її, та переносять

корнцангом у стерильний бікс.

Інструменти для ендоскопії й автоматичні піпетки можна також стерилізува-

ти спиртом.

Газовий метод стерилізації парами формальдегіду, хлороформу, β-пропіо-

лактону, окисом етилену, окисом пропілену, метилброміду, озоном використову-

ють для знезараження ендоскопічних інструментів, апаратів для штучного крово-

обігу, радіоелектронного обладнання, пластмасових виробів, кетгуту тощо. Ефек-

тивною зарекомендувала себе суміш окису етилену і бромистого метилу в

співвідношенні 1:1,44. Для проведення стерилізації газом використовують спеці-

альні щільні камери, які герметично закриваються. Для кожного діючого фактора

розроблено свої режими стерилізації. Після завершення процедури газова суміш

викачується з камери і замінюється стерильним повітрям. Предметами, які було

Рис. 18. Фільтр Зейтца. Свічки Шамберлана.

Частина І. Загальна мікробіологія

простерилізовано вказаним способом, рекомендується користуватись не раніше,

ніж через 24 год, для того, щоб видалився весь газ.

Одним із методів стерилізації є застосування різних типів опромінення. У

практиці використовуються для цього електрони, гамма-промені, ультрафіоле-

тові промені, радіочастотне опромінення.

Електронні прискорювачі дозволяють фокусувати електрони у вузький спря-

мований пучок високої потужності. Цей метод використовують для стерилізації в

промислових масштабах хірургічного перев’язочного і шовного матеріалів ще на

етапі їх виробництва. Недоліком даного методу стерилізації є низька проникність

променів.

До гамма-опромінення чутливі вегетативні та спорові форми різноманітних

бактерій, грибів, дріжджів, віруси. Опромінення потужністю 2,5 Мрад використо-

вується для знезараження антибіотиків, вітамінів, стероїдних та інших гормонів,

пластмасового одноразового устаткування (чашок Петрі, шприців), хірургічного

перев’язочного та шовного матеріалів тощо.

Стерилізацію за допомогою ультрафіолетового опромінення проводять для

знешкодження бактерій в повітрі операційних, палат, боксів, мікробіологічних

лабораторій тощо. Для цього використовують спеціальні бактерицидні лампи різної

потужності – БУВ-15, БУВ-30 та ін. Однак слід пам’ятати, що мікроби можуть

бути захищені від дії ультрафіолетового опромінення численними органічними

речовинами, пилом та іншими факторами. Вегетативні форми бактерій у 3-10 разів

більш чутливі до УФО, ніж спори.

Методи радіочастотного опромінення на сьогодні починають інтенсивно роз-

роблятись, особливо у харчовій промисловості. Складність їх полягає в небезпеці

для обслуговуючого персоналу (наприклад, перешкоди систем зв’язку, різна час-

тота опромінення, яка застосовується для знешкодження мікроорганізмів).

Для перевірки ефективності стерилізації, надійності роботи автоклавів зас-

тосовують хімічний та біологічний контроль. Відомі хімічні речовини з певною

температурою плавлення: бензонафтол – 110 °С, антипірин – 115 °С, сірка – 119 °С,

бензойна кислота – 120-122 °С, манноза і сечовина – 132-133 °С. Саме при таких

температурах найчастіше здійснюють стерилізацію. Хімічні речовини вміщують

у скляні трубки, додають невелику кількість анілінового барвника (сафранін, фук-

син або метиленовий синій), запаюють і кладуть між об’єктами, що стерилізу-

ються. Рівномірне забарвлення препарату в колір барвника в трубці свідчить про

належну температуру в автоклаві, а отже й надійність стерилізації. Для біологіч-

ного контролю стерилізації в автоклав вміщують спеціальні біотести – смужки

фільтрувального паперу, марлі тощо, на яких знаходяться спори бактерій з відо-

мою термостійкістю, спори відомої чисельності та ін. (табл. 3).

Вони розкладаються в біксах, які підлягають стерилізації. Після завершення

циклу в пробірки з смужками заливають живильне середовище та інкубують при

оптимальній температурі. Відсутність проростання спор бактерій свідчить про

ефективну стерилізацію.

У таблиці 4 наведено основні способи стерилізації різних медичних об’єктів.

Розділ 4. Фізіологія бактерій

Таблиця 3

Спори бактерій, які найчастіше використовують як індикатори

Вид мікробів Метод стерилізації Величина D, хв

Bacillus subtilis

Окис етилену (600 мг/л) при 54

і 50 % відносній вологості

Сухий жар (170

С)

3,0 хв

0,8 хв

Bacillus steatothermophilus

Волога пара (

≥

121

С)

1,5 хв

Clostridium sporogenes

Волога пара (

≤

121

С)

0,2-0,8 хв

Таблиця 4

Способи стерилізації медичних об’єктів

Спосіб стерилізації Об’єкти стерилізації

Сухий жар Скляний посуд, олія, інструменти, голки, порошки

Волога пара Розчини для парентерального введення, інструменти,

середовища, резинові пробки

Фільтрування Живильні середовища, що не витримують нагрівання,

із білками, деякими вітамінами, амінокислотами, гази,

рідини, мазі, олії з низькою в’язкістю

Окис етилену Обладнання для наркозу, катетери, діагностичне

обладнання, протези, лабораторне устаткування, допоміжні

хірургічні матеріали, оптичні інструменти, пластмасові

вироби, пакувальні матеріали

Іонізуюче опромінення Порошки, перев’язочний матеріал, пробірки для забору

крові, щітки, мазі від опіків, центрифужні стакани, шовний

матеріал, хірургічний одяг

Дезінфекція. Дезінфекція – це сукупність заходів для повного, часткового

або селективного знищення потенційно патогенних для людини збудників на різних

об’єктах довкілля з метою попередження передачі збудника від джерела інфекції

до сприйнятливого організму.

Оскільки мікроорганізми мають різну чутливість до дезінфікуючих засобів,

виділяють чотири ступені дезінфекції: A, B, C, D. Дезінфекційні заходи ступеня A

передбачають знищення аспорогенних форм мікробів, рикетсій, мікоплазм, най-

простіших. Заходи ступеня B використовуються для ліквідації грибів, деяких

вірусів, бактерій, що мають підвищену стійкість (стафілококи, мікобактерії). Бо-

ротьба із збудниками особливо небезпечних інфекцій (чуми, холери, висипного

тифу, меліоїдозу, сапу) вимагає заходів ступеня С. Знищення спор мікроорганізмів

і найпростіших – заходів ступеня D.

Заходи дезінфекції, що використовуються в клініках, мікробіологічних, віру-

сологічних та інших лабораторіях досить різноманітні. Їх умовно можна поділити

на 2 групи: фізичні та хімічні.

До першої групи можна віднести спалювання використаного перев’язочного

матеріалу, відходів, сміття, пропалювання в полум’ї пальника, дію сухого жару,

автоклавування за різних режимів, використання ультразвуку. Ефективними захо-

Частина І. Загальна мікробіологія

дами є кип’ятіння предметів особливо з поверхнево активними речовинами, дез-

інфекція повітря за допомогою ультрафіолетового опромінення. Постійно вико-

ристовуються такі елементарні заходи, як вологе прибирання, миття, очищення,

витріпування ко вдр, простирадл тощо. Такі заходи хоча й не знищують мікроор-

ганізмів, однак сприяють суттєвому зниженню їх популяцій на різних об’єктах.

Потужним комплексом дезінфекційних заходів виступають численні хімічні

препарати – дезінфектанти. До них пред’являють певні вимоги: 1) протимікроб-

ний ефект широкого спектра дії; 2) висока розчинність у воді, здатність утворюва-

ти з водою або повітрям активні та стійкі суспензії, емульсії, аерозолі; 3) здатність

не втрачати протимікробних властивостей при наявності в середовищі органіч-

них домішок; 4) низька токсичність; 5) відсутність алергізуючої дії; 6) відсутність

пошкоджуючого ефекту щодо предметів, які ними обробляються; 7) доступність

сировини, з якої виготовляються дезінфектанти, її дешевизна тощо.

Існує декілька сотень дезінфікуючих засобів різних груп. Серед них алко-

голі, альдегіди, четвертинно-амонієві сполуки. Найширше використання знайшли

хлоромісткі препарати. До них належать 0,2-1,0 % хлорне вапно, яке виготовля-

ють ex tempore з 10 % освітлених розчинів цієї речовини; 0,2-1,0 % розчини хло-

раміну В або Т; 5 % водні розчини гіпохлориду кальцію; 0,05-0,1 % розчин

трихлоізоцианурової кислоти (диконіту); 0,1-0,2 % розчин сульфохлорантину.

Окислювачі представлені 1-10 % розчином перекису водню, фенолами та їх по-

хідними – 3-5 % розчинами лізолу, карболової кислоти, фенолу. До групи препа-

ратів із солей важких металів належать мертиолят натрію, сулема. Широке засто-

сування набули 2-3 % розчин формальдегіду, 3-10 % розчин крезолу та інші. Вико-

ристовуються в практиці й газоподібні дезінфектанти – 40 % водний розчин

формальдегіду, суміші окису етилену з вуглекислим газом (1:10) і окису етилену з

бромідметилом (1:1).

На практиці виділяють поточну та заключну дезінфекцію. Поточну дезінфек-

цію проводять для зменшення мікробної контамінації у вогнищах інфекції. Їй підля-

гають ліжка, постільна і натільна білизна, рушники, матраци, подушки, меблі,

килими, посуд, інструменти, прилади, що знаходяться на поверхні різних об’єктів,

повітря, виділення, стічні води тощо.

Зокрема, поверхні столів, вікон, стелі, стіни, меблі дезінфікують протиран-

ням і миттям з допомогою дезінфікуючих розчинів, постільну та іншу білизну

перуть у цих розчинах. Ліжка, матраци, подушки обробляють у спеціальних каме-

рах термохімічними методами, м’які меблі – за допомогою спеціальних аерозолів,

посуд – зануренням у дезінфікуючі розчини. Обробка виділень і стічних вод про-

водиться термічними і хімічними методами. Повітря приміщень можна дезінфіку-

вати пропусканням через спеціальні антибактеріальні фільтри, як це роблять в

палатах гнотобіологічної ізоляції, або опромінюючи його ультрафіолетовими про-

менями. Медичні інструменти, прилади спочатку очищають, дезінфікують, а потім,

у разі потреби, стерилізують відомими способами.

Заключна дезінфекція проводиться з метою знищення збудників інфекцій-

них захворювань у приміщенні, де перебував інфекційний хворий, і предметах, з

Розділ 4. Фізіологія бактерій

якими він був у контакті. Така ситуація складається після виписування його з інфек-

ційного стаціонару, переводу із соматичного відділення в інфекційне тощо.

Для забезпечення догляду за проведенням дезінфікуючих заходів розроблену

спеціальну систему контрою. Вона включає в себе: а) зовнішній і внутрішній кон-

троль відділами дезінфекції санітарно-епідеміологічних станцій та лабораторій

лікувально-профілактичних закладів, який здійснюється візуальним, бактеріоло-

гічним, біологічним, хімічним та іншими методами; б) бактеріологічний контроль

проводять, виявляючи у вогнищах інфекції індикаторних бактерій: при кишкових

захворюваннях – кишкові палички, при крапельних інфекціях, туберкульозі – ста-

філококи, у лікувально-профілактичних закладах – умовно-патогенні мікроорган-

ізми; контроль здійснюється 1 раз у місяць – один раз у квартал залежно від рангу

лабораторії; в) забір контрольних проб (10-30 штук) проводять не раніше, ніж

через 30-45 хвилин після закінчення дезінфекції; площа змивів не повинна бути

меншою, ніж 200 см

; г) змиви беруть стерильними ватними тампонами і засіва-

ють на живильні середовища з дотриманням всіх правил асептики з метою запо-

бігання контамінації сторонньою флорою; для виділення бактерій групи киш-

кової палички і золотистих стафілококів користуються спеціальними наборами

живильних середовищ і схемами ідентифікації, визначених відповідними

інструкціями.

Дезінфікуючі заходи вважаються ефективними, якщо у пробах не визнача-

ються бактерії групи кишкової палички, умовно-патогенні мікроби, золотисті ста-

філококи.

Бактеріологічне дослідження

Бактеріологічний метод дослідження є найважливішим у практичній діяльнос-

ті будь-якої мікробіологічної лабораторії. Від правильного його виконання залежить

визначення етіологічного чинника, що викликав захворювання, і, відповідно, вибір

тактики лікування інфекційного хворого. Важливість цього методу пояснюється

тим, що в багатьох випадках лікарі мають справу з мікробними асоціаціями, тоді

необхідно встановлювати роль кожного з мікробів у виникненні хвороби.

Тому перед освоєнням основних принципів і методів виділення чистих куль-

тур необхідно оволодіти технікою посівів і пересівів бактерій в рідкі й на щільні

живильні середовища.

Техніка посівів мікроорганізмів. Посіви проводять як з метою виділення збуд-

ників із досліджуваного матеріалу від хворих, так і для нагромадження чистих

культур з метою подальшого їх вивчення та ідентифікації. Техніка посівів у рідкі

та на щільні живильні середовища має свої особливості (рис. 19).

У ліву руку беруть дві пробірки. В одній знаходиться живильне середовище

(щільне або рідке), в іншій – досліджуваний матеріал. Пробірки затискають вели-

ким та вказівним пальцями. Для того, щоб можна було спостерігати за вмістом

пробірок, їх тримають зверху кисті руки. Пробірки повинні бути дещо нахилени-

ми, і потрібно стежити, щоб при відкриванні їх матеріал або сторонні мікроби з

Частина І. Загальна мікробіологія

повітря та навколишніх предметів з однієї не по-

трапили в іншу. Корки з пробірок виймають, три-

маючи їх 4 і 5 пальцями правої руки. Трьома інши-

ми пальцями правої руки, як олівець, тримають

бактеріологічну петлю або піпетку, якими розпо-

діляють досліджуваний матеріал.

Спочатку стерилізують петлю у верхній

частині полум’я газового пальника. Пробірки

відкривають і край їх проносять через полум’я

пальника. Петлю опускають у пробірку, де є до-

сліджуваний матеріал, і, обережно торкаючись

стінки, охолоджують. У подальшому петлю опус-

кають у пробірку і набирають матеріал. Якщо він

знаходиться у рідкому стані, для посіву достат-

ньо краплі рідини, яка затримується в кільці бак-

теріологічної петлі. Коли використовують мікро-

би, що виросли на поверхні середовища, обереж-

но плавним рухом набирають невелику кількість

їх, стежачи, щоб не ушкодити живильне середо-

вище. Петлю повільно виймають з пробірки, не

торкаючись її стінок, і переносять в іншу пробірку

з середовищем. Штриховими рухами від однієї

стінки пробірки до іншої, починаючи з нижньої

частини середовища, проводять посів матеріалу по скошеній поверхні агару знизу

догори.

Петлю виймають з пробірки, корки і краї пробірок проносять через полум’я і

закривають. Петлю прожарюють у полум’ї, щоб знищити мікроорганізми.

При посіві матеріалу на рідке живильне середовище петлю з матеріалом за-

нурюють у рідину. Якщо він не знімається з петлі, його обережно розтирають на

стінці пробірки й омивають середовищем.

Матеріал, який набирали пастерівською або градуйованою піпеткою, вилива-

ють у живильне середовище, а для рівномірного розповсюдження його пробірку

обережно, щоб не замочити корок, струшують або обертають, затиснувши в долонях.

Для посіву матеріалу на щільне живильне середовище у чашках Петрі неве-

лику кількість матеріалу набирають стерильною петлею і втирають у поверхню

середовища біля краю чашки. Після цього петлю стерилізують у полум’ї, щоб

знищити надлишок матеріалу, охолоджують. Наступний етап посіву починають з

місця, де закінчився попередній. Петлю кладуть горизонтально на поверхню ага-

ру, де було зроблено посів, проводять один-два рази по поверхні і роблять посів по

решті середовища. Необхідно намагатись, щоб штрихи посіву тривали від краю

до краю чашки, не пошкоджували поверхні агару і розташовувались близько один

до одного. Цим штучно подовжується лінія посіву і створюються можливості для

одержання ізольованих колоній.

Рис. 19. Посіви бактерій на

середовище: а – бактеріальною

петлею на скошений агар;

б – уколом в сповпчик агару;

в – шпателем на агар у чашці Петрі.