Янг Л., Моу Дж. Метаболизм соединений серы

Подождите немного. Документ загружается.

Эфиры серной кислоты

123

довал кинетике первого порядка. Эти данные указывают,

что фактором, лимитирующим скорость связывания суль-

фата, является количество доступного сульфата и что

сульфат непосредственно участвует в этом процессе. Ког-

да были определены константы скорости реакций связы-

вания сульфата различными фенолами, было установле-

но, что действие замещающих групп не зависит ни от их

величины, ни от их влияния на форму электронного об-

лака.

Еще в 1902 г. Эмбден и Глесснер [21] в опытах с пер-

фузией показали образование эфиров сульфата в печени

и почках собаки. Позже было установлено, что этот про-

цесс протекает также в срезах [22] и суспензиях [23—26]

печени крысы, в срезах печени эмбриона цыпленка [27] и

в срезах почки крысы [28]. Бернштейн и Мак-Гилвери

[24, 25] изучали превращение л-аминофенола в ж-ами-

нофенилсерную кислоту в препаратах печени крысы. Пу-

тем дифференциального центрифугирования экстракта

печени они выделили фракцию, в которой происходит

образование энергии, необходимой для этой реакции. На

основании этих данных был сделан вывод об участии

АТФ в синтезе эфиров сульфата. Бернштейн и Мак-Гил-

вери [25] исследовали также участие АТФ в процессе ак-

тивирования фенола или сульфата. Полученные ими дан-

ные указывают на то, что в этом процессе активируется

скорее неорганический сульфат, чем фенол, и что в про-

цессе этерификации участвуют по крайней мере два фер-

мента. Один из них активирует сульфат и требует при-

сутствия АТФ, другой осуществляет процесс связывания

фенола с активным промежуточным продуктом. К ана-

логичным заключениям пришли де Мейо [26, 29] и Сегал

[30]. Де Мейо и сотрудники нашли, что микросомы тор-

мозят синтез фенилсерных кислот в препаратах печени

и отнесли это торможение за счет действия микросомных

аденозинтрифосфатаз. Эти авторы также обнаружили,

что в синтезе арилсерных кислот в печени крысы уча-

ствуют два фермента, один из которых повышает обра-

зование промежуточного активного сульфата, а второй

катализирует перенос сульфата от промежуточного про-

дукта к фенольному субстрату. Вопрос об активировании

сульфата недавно несколько прояснился благодаря

124

Г лава III

опытам Липмана и сотрудников [31—33], установивших,

что «активный сульфат» представляет собой аденозин-З'-

фосфат-5'-фосфосульфат.

Арилсульфатаза

Из различных ферментов, гидролизирующих эфиры

серной кислоты, арилсульфатаза была изучена наиболее

подробно. Для обнаружения этого фермента и измерения

его активности были предложены различные способы,

основанные на применении гравиметрических [34], коло-

риметрических [35—38] и манометрических [39] методов,

а также метода ультрафиолетовой спектрофотометрии

[40, 41]. Арилсульфатаза обнаружена в тканях различ-

ных видов животных [36, 42, 43]. У крыс этот фермент

найден в большинстве тканей, причем в наибольшей кон-

центрации— в печени [36, 41]. В настоящее время ясно,

что арилсульфатаза тканей млекопитающих предста-

вляет собой сложную систему. Рой [44, 45] установил

присутствие в печени двух ферментов, названных им

сульфатазой А и сульфатазой В. Эти данные были под-

тверждены Доджсоном, Спенсером и Томасом [46], пока-

завшими, что в митохондриях печени крысы активность

может быть обнаружена в двух фракциях, аналогичных

сульфатазам А и В. Эти авторы нашли также, что в ми-

кросомах печени крысы локализована еще одна арил-

сульфатаза, аналогичная сульфатазе С, обнаруженной

Роем [47] в печени быка. Арилсульфатазная активность

не была обнаружена в ядрах клеток [38, 48]. Сода и Эга-

ми [49] показали присутствие арилсульфатазы в тропи-

ческих морских моллюсках, где она локализована глав-

ным образом в пищеварительных железах. Наиболее

активные препараты этого фермента получены именно

из этого источника [50]. Фермент обнаружен также в

Aspergillus oryzae [34] и различных других грибах [51],

но, по-видимому, распространение его среди бактерий

ограниченно. При исследовании арилсульфатазной ак-

тивности у 212 штаммов различных микроорганизмов

Уайтхед, Моррисон и Янг [37] обнаружили наличие арил-

сульфатазы у некоторых, но не у всех Salmonella и

Mycobacteria и получили бесклето'чные водные экстракты

из Mycobacterium piscium, содержащие этот фермент.

Эфиры серной кислоты

125

Недавно показано, что еще три других микроорганизма

содержат арилсульфатазу [52—54].

Функции арилсульфатазы в организме еще не ясны.

Хотя она широко распространена в тканях млекопитаю-

щих, в опытах с введением арилсерных кислот живот-

ным [55, 56] было обнаружено, что почти все введенное

количество этих кислот выделяется в неизмененном со-

стоянии с мочой. Поскольку, однако, в этих опытах опре-

деляли изменения только в содержании эфиров сульфа-

та мочи, нет уверенности в том, что протекающий в не-

большом объеме гидролиз не был просмотрен. Хокинс

и Янг [57] вводили крысам через зонд в желудок и па-

рентерально калиевые соли 5

-фенилсерной кислоты и

-I- и 5

-2-нафтилсерной кислоты (0,05 ммоль каж-

дой крысе) и нашли, что большая часть введенных соеди-

нений быстро выделяется в неизмененном виде, но не-

большие количества (4—12%) в организме подвергаются

гидролизу. Ханаан и Эверетт [58] вводили крысам нат-

риевую соль эстрон-5

-сульфата; по их данным значив

тельная часть введенного соединения гидролизуется.

Сходные результаты были получены другими исследова-

телями [59—61]. В свете этих данных интересно отме-

тить, что, как нашел Рой [62], сульфатаза А имеет

большее сродство к сульфатам, содержащим полицик-

лическую кольцевую систему, чем к более простым

арилсульфатам.

Хотя распределение арилсульфатазы в клетках пе-

чени отличается от распределения системы, синтезирую-

щей арилсерную кислоту, не исключена возможность,

что нормальная роль арилсульфатазы сводится к роли

переносящего фермента при синтезе эфиров серной кис-

лоты. Рой [63] при обсуждении функций сульфатаз ука-

зал, что их действие in vivo, быть может, «имеет лишь

отдаленное отношение к процессам, определяемым при

помощи обычно используемых методов».

СЕРНОКИСЛЫЕ ЭФИРЫ СТЕРОИДОВ

Стероидные гормоны и их производные подвергаются

in vivo наряду с другими превращениями связыванию с

глюкуроновой и серной кислотой. Значение этих реакций

126

Г лава III

для биологической активности стероидных гормонов еще

не выяснено. Природный эстронсульфат был выделен

впервые из мочи жеребых кобыл Шахтером и Марриа-

ном [64]. Впоследствии из мочи были выделены суль-

фаты различных нефенольных стероидов, например

алло-прегненолонсульфат [65]. Дегидроэпиандростерон

встречается в виде сульфата в моче людей, и считают,

что он существует почти исключительно в этой форме

[66]. Показано, что синтез эстронсульфата [30] и деги-

дроэпиандростеронсульфата [67] протекает в препаратах

печени крысы, причем ферментная система, участвую-

щая в этом процессе, сходна с системой, осуществляю-

щей образование сернокислых эфиров фенолов. Недавно

Шнейдер и Льюбарт [68], исследуя ферментативный син-

тез сульфатов стероидов, инкубировали 32 стероида с

полученной из печени кролика надосадочной жидкостью,

не содержащей микросом, в присутствии АТФ, сульфата

и ионов магния. Было найдено, что 14 стероидов, в том

числе тестостерон и дезоксикортикостерон, образуют

соединения с серной кислотой.

Как уже указывалось выше (см. стр. 124), ткани мле-

копитающих обладают арилсульфатазной активностью,

и, судя по сообщениям различных исследователей, вве-

денный в организм эстронсульфат подвергается гидро-

лизу. Хотя в тканях высших животных не было устано-

влено присутствие сульфатазы, гидролизующей сульфа-

ты спиртов, показано, что Helix pomatia и некоторые

моллюски содержат фермент, осуществляющий гидролиз

стероидных сульфатов мочи, на которые не действует

арилсульфатаза [69—71]. Рой [72] исследовал стероид-

сульфатазу Patella vulgata, а Савард и сотрудники

[73] — стероидсульфатазу Otala punctata. Результаты

этих исследований показали, что данный фермент не

обладает свойствами общей алкилсульфатазы, а высоко-

специфичен и гидролизует только Зр-сульфаты 5а- и

-стероидов. Такая специфичность фермента ограничи-

вает возможности применения его для гидролиза сте-

роидных сульфатов мочи; этот вопрос обсуждали Рой

[72] и Стич и сотрудники {74, 75].

Конъюгаты серной кислоты со стероидными спирта-

ми встречаются также среди желчных кислот различных

Эфиры серной кислоты

127

видов животных. В частности, в желчи акулы, ската и

некоторых других рыб, а также жабы и лягушки были

найдены конъюгаты стероидных спиртов, молекулы ко-

торых содержат 27 и 29 углеродных атомов.

СУЛЬФОМУКОПОЛИСАХАРИДЫ

Мукополисахариды, содержащие эфиры серной кис-

лоты, широко распространены в биологических систе-

мах. К ним относятся такие соединения, как хондроитин-

серная и мукоитинсерная кислоты и гепарин. Изучение

их обмена затруднено тем, что существует еще ряд не-

ясностей в отношении их природы и структуры. В по-

следние годы в этом отношении был достигнут некото-

рый прогресс, обусловленный главным образом приме-

нением метода меченых атомов (в частности, S

При введении животным Бисульфата натрия боль-

шая часть S

быстро выделяется с мочой [16, 77], но

некоторая часть S

удерживается в организме. В крови,

печени и мозге содержание S

быстро падает, но вместе

с тем наблюдается заметное поглощение S

костями,

костным мозгом и хрящом с последующим медленным

вытеснением S

из этих тканей. Дзевятковский, Бенеш

и Бенеш [79] высказали предположение, что часть S

сульфата включается в хондроитинсерную кислоту хря-

щей. Это предположение было подтверждено в опытах

Дзевятковского [79], в которых автор вводил крысам

-сульфат натрия и затем выделял из хрящей S

-XOH-

дроитинсерную кислоту после добавления нерадиоактив-

ного соединения. Для изучения включения Бисульфата

в хрящи и кости этот автор использовал также радио-

автографические методы. Аналогичные результаты полу-

чили Кемпбелл [80] и Дэвис и Янг [81].

Боштрём [82] выделял хондроитинсерную кислоту из

реберных хрящей взрослых крыс через различные про-

межутки времени после внутрибрюшинного введения им

Бисульфата натрия. Он показал, что содержание S

этом соединении достигает максимума через 24 часа по-

сле введения сульфата и затем медленно снижается, до-

стигая половины этой величины примерно на 17-й день

128

Г лава III

после введения. В то время как в хондроитинсерную кис-

лоту включалось большое количество S

, включение ее

в другие соединения, например в таурин, метионин и ци-

стин, было низким или совершенно ничтожным. Эти дан-

ные указывают, что введенный сульфат удерживается в

организме главным образом в форме сульфомукополи-

сахаридов.

Фиксацию Бисульфата тканями наблюдали также в

опытах in vitro Лейтон [83] и Лейтон и сотрудники [84].

Боштрём и Мэнсон [85] инкубировали срезы реберного

хряща теленка в рингер-кребсовской среде, содержащей

Бисульфат натрия и выделяли затем хондроитинсерную

кислоту, содержащую S

. Они нашли, что содержание

в хондроитинсерной кислоте при инкубации в тече-

ние 24,5 час. все время прогрессивно увеличивалось.

Включения S

не наблюдалось, если срезы перед добав-

лением радиоактивного сульфата подвергались прогре-

ванию в кипящей водной среде или опыт проводили в

атмосфере азота при 0°. При инкубации Бисульфата

натрия в течение 24 час. с чистой хондроитинсерной кис-

лотой в отсутствие срезов также отмечали отсутствие

включения S

Исследования обмена сульфата у крыс при введении

-сульфат а показали, что S

включается в большей

степени в кожу, чем в хрящи. В коже включение S

достигало максимума в течение 24 час., и период биоло-

гического полураспада сульфатной группы хондроитин-

серной кислоты был равен 8—9 дням. Радиоавтографи-

ческие исследования кожи [87, 88] показали, что потреб-

ление сульфата особенно велико в тучных клетках.

Было высказано предположение [88], что это связано с

обменом эфира сульфатных групп гепарина и его пред-

шественников. Метод радиоавтографии использовали

также для изучения включения радиоактивного сульфа-

та в различные ткани и органы взрослых крыс и кроли-

ков [89]. Показано, что большие количества S

включа-

лись в стенки аорты, содержание хондроитинсерную

кислоту. Различные эпителиальные части желудочно-

кишечного тракта также потребляли значительное

количество S

, очевидно за счет сульфомукополисаха-

ридов слизистой [90].

Эфиры серной кислоты

129

Боштрём [91] показал, что фиксация сульфата в хря-

ще является ферментативным процессом и в более позд-

ней работе [92] нашел, что эта реакция ускоряется глут-

амином. Возникает вопрос, происходит ли потребление

радиоактивного сульфата в результате синтеза хондро-

итинсерной кислоты или в результате обмена сульфата

в этом соединении {91, 93]. Шиллер, Мэтьюз и Дорфман

[94—96] изучали включение С

-ацетата в мукополисаха-

риды кожи кролика. Полученные ими результаты также

показывали, что для хондроитинсерной кислоты период

полураспада составляет 7—8 дней. Хотя эти данные со-

впадают с результатами Боштрёма и Гардела [86], най-

денными ранее для сульфатной группы хондроитинсер-

ной кислоты в коже крысы (период полураспада 8—

9 дней), преждевременно все же на этом основании пред-

полагать, что они отражают обновление цельной моле-

кулы хондроитинсерной кислоты, а не ее отдельных ча-

стей [97]. Долман [98] и Дзевятовский [99] -получили

прямые доказательства способности тканей крыс рас-

щеплять эфирную связь между сульфатом и углеводом

в хондроитинсерной кислоте, поскольку после введения

меченной S

кислоты оба исследователя наблюдали вы-

деление S

в моче в виде неорганического сульфата.

Лейтон [93, 100] установил, что способность различ-

ных тканей фиксировать сульфат уменьшается после

введения кортизона, и пришел к заключению, что корти-

зон тормозит синтез сульфомукополисахаридов. Анало-

гичные результаты получили Боштрём и Одеблад {101]

в опытах по включению сульфата в хондроитинсерную

кислоту хряща и кожи животных in vivo. Эти авторы

также наблюдали торможение потребления 5

-сульфата

в срезах хрящей теленка под действием кортизона. При-

веденные данные представляют особый интерес для изу-

чения взаимосвязи между коллагеном и хондроитинсер-

ной кислотой в организме (102, 103] и действия корти-

зона при коллагенозах.

ЛИТЕРАТУРА

1.Baumann E., Pfliig. Arch. ges. Physiol., 12, 63, 69; 13, 285

(1876).

2. Baumann E., Hoppe-Seyl. Z., 2, 335 (1878—1879).

9 Зак. 2552.

130

Г лава III

3. Tallan Н. H., Bella S. Т., Stein W. H., Moore S.,

J. biol. Chem., 217, 703 (1955).

4. Laughland D. H., Young L, Trans, roy. Soc. Can,

Series III, 36, 166 (1942).

5. В а г t о n A. D, Young L, J. Amer. chem. Soc, 65, 294

(1943).

6. Klyne W, Marrian G. F, Biochem. J, 39, XIV (1945).

7. Berenbom M, Young L, Biochem. J, 49, 165 (1951).

8. Dodgson K. S, Rose F. A, Spencer B, Biochem. J,

60, 346 (1955).

9. Wiley F. H, J. biol. Chem, 124, 627 (1938).

10. Dobriner K, Hofmann K., Rhoads С. P, Science, 93, 600

(1941).

11. Manson L. A, Yuong L, Biochem. J, 47, 170 (1950).

12. Hele T. S, Biochem. J, 25, 1736 (1931).

13. Sherwin С. P, Physiol. Rev, 2, 238 (1922).

14. Shiple G. J, Muldoon J. A, Sherwin C. P, J. biol.

Chern., 60, 59 (1924).

15. Marsden С. M, Young L, Unpublished work.

16. Laidlaw J. C„ Young L, Biochem. J, 42, 1 (1948).

17. Laidlaw J. C„ Young L, Biochem. J, 54, 142 (1953).

18. Dziewiatkowski D. D., J. biol. Chem, 178, 389 (1949).

19. Binkley F, J. biol. Chem, 178, 821 (1949).

20. Bray H. G, Humphris B. G, Thorpe W. V, White K,

Wood P. B., Biochem. J, 52, 419 (1952).

21. Embden G, Glaes.sne>r K, Beitr. chem. Physiol. Path,

1, 310 (1902).

22. De Meio R. H, Arnolt R. I, J. biol. Chem, 156, 577

(1944).

23. De Meio R. H, Tkacz L, J. biol. Chem, 195, 175

(1952).

24. Bernstein S, McGilvery R. W, J. biol. Chem, 198,

195 (1952).

25. Bernstein S, McGiIvery R. W„ J. biol. Chem, 199,

745 (1952).

26. De Meio R. H, Wizerkaniuk M, Fabiani E, J. biol.

Chem, 203, 257 (1953).

27. M а с h

i n L. J, D e n t о n C. A, P e a r s о n P. В, B i r d H. R,

Fed. Proc, 11, 448 (1952).

28. L о w e n s t e i n J. M„ Ph. D. Thesis, University of London

(1953).

Литература

131

29. De Meio R. Н, Wizerkaniuk M., Schreibam I, J.

biol. Chem., 213, 439 (1955).

30. Segal Н. L., J. biol. Chem., 213, 161 (1955).

31. Hilz Н, Lipmann F, Proc. nat. Acad. Sci., Wash, 41,

880 (1955).

32. Robbins P. W„ Lipmann F., Fed. Proc, 15, 338 (1956).

33. R о b b i n s P. W, Lipmann F, J. Amer. chem. Soc, 78,

2652 (1956).

34. Neuberg C„ Kurono K-, Biochem. Z„ 140, 295 (1923).

35. Morimoto K-, J. Biochem, Tokyo, 26, 259 (1937).

36. Huggins C, Smith D. R„ J. biol. Chem, 170, 391 (1947).

37. Whitehead J. E. M, Morrison A. R, Young L,

Biochem. J, 51, 585 (1952).

38. Rutenburg A. M, Cohen R. B, Seligman A. M.,

Science, 116, 539 (1952).

39. L о w e n s t e i n J. M, Young L, Biochem. J, 52, xxv

(1952).

40. Dodgson K- S, Spencer B, Biochem. J, 53, 444 (1953).

41. Dodgson K- S, Spencer B, Thomas J, Biochem. J,

53, 452 (1953).

42. Neuberg C, Simon E, Biochem. Z, 156, 365 (1925).

43. Hommerberg C„ Hoppe-Seyl. Z, 200, 69 (1931).

44. Roy A. B, Biochem. J, 53, 12 (1953).

45. Roy A. B, Biochem. J, 57, 465 (1954).

46. Dodgson K. S, Spencer B, Thomas J, Biochem. J,

59, 29 (1955).

47. Roy A. B, Biochem. J, 64, 651 (1956).

48. Dodgson K- S„ Spencer B, Thomas J, Biochem. J,

56, 177 (1954).

49. Soda T, Egami F, J. chem. Soc. Japan, 54, 1069 (1933).

50. Dodgson K. S„ Spencer B, Biochem. J, 55, 315 (1953).

51. Harada T, Kono K, Yagi K, Mem. Inst. Sci. Res. Osaka

Univ., 11, 193 (1954).

52. Harada T, J. agric. chem. Soc. Japan, 28, 840 (1954).

53. H а г a d a T, Kono K-, J. agric. chem. Soc. Japan, 28, 60S

(1954).

54. Dodgson K. S„ Melville T. H, Spencer B, Willi-

ams K, Biochem. J, 58, 182 (1954).

55. Rhode H, Hoppe-Seyl. Z, 124, 15 (1922).

56. Garton G. A, Williams R. T, Biochem. J, 45, 158 (1949).

57. Hawkins J. B, Young L, Biochem, J, 56, 166 (1954).

11*

132

Г лава III

58. Hanahan D. J, Everett N. В, J. biol. Chem. 185, 919

(1950).

59. Davis M. E, Kelsey F. E, Fugo N. W„ Loueks J. E.,

Horner E. N., Voskuil P., Proc. Soc. exp. Biol, N. Y,

74, 501 (1950).

60. L e w i s о n E. F, Levi J. E, Jones G. S, Jones H. W,

jun, Silberstein H. E, Cancer. N. Y, 4, 537 (1951).

61. Rakoff A. E, Gross M. L, Fed. Proc, 10, 107 (1951).

62. Roy A. B, Biochem. J, 55, 653 (1953).

63. Roy A. B, Biochem. J, 59, 8 (1955).

64. Schachter B, Marrian G. F, J. biol. Chem, 126, 663

(1938).

65. Ktyne W, Schachter B, Marrian G. F, Biochem. J,

43, 231 (1948).

66. Lieberman S, Mond B, Smyles E, Recent Progr.

Hormone Res, 9, 113 (1954).

67. D e Meio R. H, Lewyeka C, Endocrinology, 56, 489

(1955).

68. Schneider J. J, Lewbart M. L, J. biol. Chem, 222, 787

(1956).

69. H e n г у R, Thevenet M, Jarrige P, Bull. Soc. Chim.

biol, Paris, 34, 897 (1952).

70. Henry R, Thevenet M, Bull. Soc. Chim. biol, Paris, 34,

886 (1952).

71. Stitch S. R., Halkerston I. D. K, Nature, Lond, 172,

398 (1953).

72. Roy A. B, Biochem. J, 62, 41 (1956).

73. Savard K, Bagnoli E, Dorfman R. I, Fed. Proc. 13,

289 (1954).

74. Stitch S. R„ Halkerston I. D. K, Hillman J,

Biochem. J., 63, 705 (1956).

75. Stitch S. R, Halkerston I. D. K, Biochem. J, 63,

710 (1956).

76. Haslewood G. A. D, Physiol. Rev., 35, 178 (1955).

77. Dziewiatkowski D. D, J. biol. Chem, 178, 197 (1949).

78. Dziewiatkowski D. D, Benesch R. E, Benesch R,

J. biol. Chem, 178, 931 (1949).

79. Dziewiatkowski D. D., J. biol. Chem, 189, 187 (1951).

80. Campbell D., Nature, Lon-i, 167, 274 (1951).

81. Davies D. V, Young L, J. Anat. Lond, 88, 174 (1954).

82. Bostrom H., J. biol. Chem, 196, 477 (1952).