Ченцов Ю.С. Введение в клеточную биологию. Общая цитология

Подождите немного. Документ загружается.

деталь мы можем увидеть, и от нумерической апертуры объектива (n sin α) –

чем она выше, тем выше разрешение. Обычно в световых микроскопах

используются источники освещения в видимой области спектра (400-700 нм),

поэтому максимальное разрешение микроскопа в этом случае может быть не

выше 200-350 нм (0,2-0,35 мкм). Если использовать ультрафиолетовый свет

(260-280 нм), то можно повысить разрешение до 130-140 нм (0,13-0,14 мкм). Это

будет пределом теоретического разрешения светового микроскопа,

определяемого волновой природой света. Таким образом, все, что может дать

световой микроскоп как вспомогательный прибор к нашему глазу, - это

повысить разрешающую способность его примерно в 1000 раз (невооруженный

глаз человека имеет разрешающую способность около 0,1 мм, что равно 100

мкм). Это и есть «полезное» увеличение микроскопа, выше которого мы будем

только увеличивать контуры изображения, не открывая в нем новых деталей.

Следовательно, при использовании видимой области света 0,2-0,3 мкм является

конечным пределом разрешения светового микроскопа.

Но все же в световом микроскопе можно видеть частицы меньшей величины,

чем 0,2 мкм. Это метод «темного поля», или, как его называли раньше, метод

«ультрамикроскопии». Суть его в том, что подобно пылинкам в луче света

(эффект Тиндаля) в клетке при боковом освещении светятся мельчайшие

частицы (меньше 0,2 мкм), отраженный свет от которых попадает в объектив

микроскопа. Этот метод успешно применяется при изучении живых клеток.

Если же необработанные живые или мертвые клетки рассматривать в

проходящем свете, то в них различаются только крупные детали из-за того, что

они обладают иным коэффициентом преломления и поглощения световых

лучей, чем окружающая среда. Большая же часть клеточных компонентов мало

отличается по этим свойствам как от среды (воды или тканевых растворов), так

и друг от друга и поэтому мало заметны и не контрастны. Для их изучения

приходится изменять освещенность (теряя при этом в четкости изображения)

или применять особые методы и приборы. Один из таких приемов – метод

фазово-контрастной микроскопии, широко использующийся для наблюдений

за живыми клетками. Он основан на том, что отдельные участки прозрачной в

общем клетки хоть мало, но все же отличаются друг от друга по плотности и по

светопреломлению. Проходя через них, свет изменяет свою фазу, однако такое

изменение фазы световой волны наш глаз не улавливает, так как он

чувствителен только к изменению интенсивности света. Последняя зависит от

величины амплитуды световой волны. В фазово-контрастном микроскопе в

объектив вмонтирована специальная пластинка, проходя через которую луч

света испытывает дополнительный сдвиг фазы колебаний. При построении

изображения взаимодействуют уже лучи, находящиеся в одной фазе либо в

противофазе, но обладающие разной амплитудой; тем самым создается светло-

темное контрастное изображение объекта.

Сходный прием используется в интерференционном микроскопе. Он

устроен так, что пучок параллельных световых лучей от осветителя разделяется

на два потока. Один из них проходит через объект и приобретает изменения в

фазе колебания, другой идет, минуя объект. В призмах объектива оба потока

вновь соединяются и интерферируют между собой. В результате интерференции

будет строиться изображение, на котором участки клетки, обладающие разной

толщиной или разной плотностью, будут отличаться друг от друга по степени

контрастности. В этом приборе, измеряя сдвиги фаз, можно определить

концентрацию и массу сухого вещества в объекте.

С помощью поляризационного микроскопа изучают объекты, обладающие

так называемой изотропией, т.е. упорядоченной ориентацией

субмикроскопических частиц (например, волокна веретена деления,

миофибриллы и др.). У такого микроскопа перед конденсором помещается

поляризатор, который пропускает световые волны с определенной плоскостью

поляризации. После препарата и объектива помещается анализатор, который

может пропускать свет с этой же плоскостью поляризации. Поляризатор и

анализатор – это призмы, сделанные из исландского шпата (призмы Николя).

Если вторую призму (анализатор) повернуть затем на 90

по отношению к

первой, то свет проходить не будет. В том случае, когда между такими

скрещенными призмами будет находиться объект, обладающий двойным

лучепреломлением, т.е. способностью поляризовать свет, он будет виден как

светящийся на темном поле. С помощью поляризационного микроскопа можно

убедиться, например, в ориентированном расположении мицелл в клеточной

стенке растений.

Витальное (прижизненное) изучение клеток

Световой микроскоп позволяет видеть живые клетки. Для кратковременного

наблюдения клетки помещают просто в жидкую среду на предметное стекло;

если нужно длительное наблюдение за клетками, то используются специальные

камеры. Это или плоские флаконы с отверстиями, закрытыми тонкими

стеклами, или же разборные плоские камеры. В качестве объектов можно

использовать свободноживущие клетки простейших и других одноклеточных

организмов, клетки крови или же разобщенные тканевые клетки

многоклеточных организмов как животного, так и растительного

происхождения. В любом из этих случаев клетки изучают в специально

подобранных средах. Свободноживущие одноклеточные организмы

рассматривают и изучают в тех же средах, в которых они живут в естественных

условиях или культивируются в лаборатории. Так, для некоторых простейших

созданы искусственные среды, на которых они растут и размножаются. Обычно

это сбалансированные солевые растворы с добавками микроорганизмов или

других простейших, служащих пищей для данного вида организма.

Клетки крови или другие свободные клетки многоклеточных могут изучаться

в капле плазмы или в специальных синтетических средах.

Для изучения клеток органов и тканей животных используют метод

клеточных культур. Более простой вариант этого метода заключается в том,

что в камеру, наполненную питательной средой (смесь плазмы крови с

эмбриональным экстрактом или смесь синтетической среды с добавлением

плазмы крови), помещают небольшой кусочек живой ткани. Через некоторое

время на периферии такого кусочка начинается деление и рост клеток. В другом

случае вырезанный кусочек ткани слегка обрабатывают раствором фермента

трипсина или хелатона - версена, что приводит к его диссоциации, к полному

разобщению клеток друг от друга. Затем такую взвесь отмытых клеток

помещают в сосуд с питательной средой, где они опускаются на дно,

прикрепляются к стеклу и начинают размножаться, образуя сначала колонии, а

затем сплошной клеточный пласт. Так растут однослойные клеточные культуры,

очень удобные для прижизненных наблюдений. Лучше всего для получения

первичных культур из тканей животных использовать эмбриональный материал;

культуры из клеток взрослых организмов растут очень плохо.

При культивировании клеток вне организма кроме смены среды важно

поддерживать и необходимую температуру (около 20

для хладнокровных и

около 37

для теплокровных). Обязательным условием культивирования клеток

является соблюдение стерильности. Существует целый ряд длительно

культивируемых клеток; это специальные клеточные штаммы,

приспособившиеся десятилетиями к росту вне организма. Большей частью это

клетки опухолевого происхождения или значительно измененные клетки,

приобретшие свойства опухолевых клеток.

Сейчас метод культивирования клеток вне организма широко используется не

только для цитологических, но и для генетических, вирусологических и

биохимических исследований.

В культуре можно выращивать и растительные клетки. Для этого кусочки

ткани обрабатываются ферментами, растворяющими клеточные оболочки.

Отделившиеся клеточные тела, протопласты, помещают в культуральную среду,

где они делятся и образуют зоны размножившихся клеток.

Наблюдения за живыми клетками обычно регистрируются в виде фотографий,

сделанных с помощью специальных фотонасадок к микроскопу. Живые клетки

можно снимать и на кинопленку. В ряде случаев такая микрокиносъемка дает

очень важную информацию. Применяя ускоренную или замедленную

киносъемку (цейтраферная киносъемка), можно подробно видеть протекание

таких важных процессов, как деление клеток, фагоцитоз, течение цитоплазмы,

биение ресничек и т.д.

Теперь с развитием компьютерных технологий с помощью специальных

телекамер возможно получать изображение клеток прямо на мониторе

компьютера, записывать их в памяти компьютера, всячески обрабатывать и

получать отпечатки на принтерах цветных или черно-белых. Так же возможно

использовать такую компьютерную видеотехнику для цейтраферной съемки

подвижных объектов .

При исследовании живых клеток используют методы микрохирургии,

оперативного воздействия на клетки. С помощью прибора микроманипулятора

клетки разрезают, извлекают из них части, вводят вещества (микроинъекция) и

т.д. Микроманипулятор совмещается с обычным микроскопом, в который

наблюдают за ходом операции. Микрохирургическими инструментами служат

стеклянные крючки, иглы, капилляры, которые имеют микроскопические

размеры и изготовляются на специальных приспособлениях – «микрокузницах».

При микроманипуляциях клетки помещают в специальные камеры, в которые

вводят также инструменты. Так, с помощью микроманипулятора удалось

пересадить ядра от одного штамма амебы другому и доказать, что именно

клеточное ядро определяет физиологические особенности клетки в целом. С

помощью микроманипулятора удалось инъецировать в клетку амебы

коллоидное золото, а затем исследовать распределение его частиц в цитоплазме

и ядре.

С помощью таких микрохирургических инструментов можно поворачивать в

клетках митотические веретена, оттаскивать отдельные хромосомы, вводить в

живую клетку меченые антитела или разные белковые молекулы. Кроме

механического воздействия на клетки в микрохирургии в последнее время

широко применяют микропучки ультрафиолетового света или лазерные

микропучки. Это дает возможность практически моментально инактивировать

отдельные участки живой клетки. Так, например, можно инактивировать одно из

ядрышек и следить за судьбой второго, интактного. В этом случае показано, что

второе ядрышко принимает на себя дополнительную нагрузку и «работает за

двоих». С помощью микропучков удается поразить часть митотической

хромосомы или участок веретена деления. Оказалось, что поражение

центромеры хромосомы выводит последнюю из процесса расхождения

хромосом к полюсам клетки во время митоза. Недавно стали применять

аппараты с лазерным микролучом, что позволяет очень точно дозировать

количество энергии в точке поражения и использовать очень короткие

(наносекунды) импульсы облучения.

При изучении живых клеток пытаются их окрашивать с помощью так

называемых витальных красителей. Это красители кислой (трипановый синий,

литиевый кармин) природы, применяемые при очень большом разведении (1 :

200000), следовательно, влияние красителя на жизнедеятельность клетки

минимальное. При окрашивании живых клеток краситель собирается в

цитоплазме в виде гранул, а в поврежденных или мертвых клетках происходит

диффузное окрашивание цитоплазмы и ядра.

При изучении живых клеток широко используют флуоресцирующие

красители и метод флуоресцентной микроскопии. Суть его заключается в том,

что целый ряд веществ обладает способностью светиться (флуоресцировать,

люминесцировать) при поглощении ими световой энергии. Спектр

флуоресценции всегда смещен в сторону больших длин волн по отношению к

возбуждающему флуоресценцию излучению. Так, например, выделенный

хлорофилл при освещении в ультрафиолетовых лучах светится красным цветом.

Этот принцип используется в флуоресцентной микроскопии: рассматривание

флуоресцирующих объектов в зоне коротких длин волн. Обычно в таких

микроскопах применяются фильтры, дающие освещение в сине-фиолетовой

области. Существуют ультрафиолетовые люминесцентные микроскопы.

Собственной флуоресценцией обладают некоторые пигменты (хлорофиллы,

бактериальные пигменты), витамины (А и В

), гормоны. Если во

флуоресцентный микроскоп рассматривать клетки растений, то на темно-синем

фоне будут видны ярко светящиеся красные зерна внутри клетки – это

хлоропласты.

Можно применять метод флуоресцентной микроскопии, добавляя живым

клеткам флуорохромы (флуоресцирующие вещества). Этот способ сходен с

витальным окрашиванием в том смысле, что здесь также используют очень

низкие концентрации красителя (1 х 10

-4

–1 х 10

-5

). Многие флуорохромы

избирательно связываются с определенными структурами клетки, вызывая их

вторичную люминесценцию. Так, например, флуорохром акридиновый

оранжевый избирательно связывается с нуклеиновыми кислотами. Причем,

связываясь в мономерной форме с ДНК, он флуоресцирует зеленым цветом, а в

димерной форме с РНК светится красным цветом. Наблюдая за живыми

клетками, окрашенными акридиновым оранжевым, видно, что их ядра имеют

зеленый цвет свечения, а цитоплазма и ядрышки святятся красным цветом. Тем

самым в живой клетке с помощью этого метода можно видеть локализацию (а в

некоторых случаях рассчитывать количество) тех или иных химических

веществ. Существуют флуорохромы, избирательно связывающиеся с липидами,

слизью, кератином и др.

В живые клетки можно инъецировать также меченые флуорохромами

антитела. Так, например, введенные в клетку связанные с флуорохромом

антитела к белку тубулину соединяются с микротрубочками, которые теперь

можно наблюдать в живых клетках с помощью флуоресцентного микроскопа.

В последнее время начинает широко использоваться для изучения живых

клеток или их компонентов сочетание световой микроскопии (особенно

фазовоконтрастной) с электроннно-компьютерной обработкой изображения.

При этом используется видеозапись с электронной обработкой изображения,

которая как бы «убирает» фоновые уровни и выделяет, контрастирует

наблюдаемые структуры. Такая методика позволяет на телеэкране видеть такие

структуры как микротрубочки, размер которых (20 нм) намного меньше

разрешающей силы светового микроскопа. Применение таких систем не только

заменяют цейтраферную киносъемку, вместо которой используется видео-

запись, но и позволяет компьютерную обработку изображения: сведения о

плотности структур, о их параметрах, числе и трехмерной организации. В

сочетании с флуоресцентной микроскопией эти методы открывают огромные

перспективы в изучении живых клеток.

Обычные методы световой микроскопии трудно использовать для

воспроизведения трехмерной картины изучаемого объекта из-за небольшой

глубины резкости микроскопа. Обычно клетки рассматриваются как оптические

разрезы на данной глубине фокуса. Для того, чтобы получить полную

трехмерную реконструкцию объекта используют специальный конфокальный

сканирующий световой микроскоп. С помощью этого прибора получают

серии последовательных оптических срезов, взятых с различной глубины и

изображения которых накапливаются в компьютере, и по специальной

программе реконструируется трехмерное, объемное, изображение объекта.

Обычно используются объекты, окрашенные флуорохромами.

Изучение фиксированных клеток

Несмотря на важность и достаточную простоту витальных наблюдений,

большая часть сведений о структуре и свойствах клеток получена на

фиксированном материале. Если клетку повредить, она начинает претерпевать

ряд изменений, а после смерти клетки в ней активируются автолитические

ферменты, что приводит к грубым изменениям клеточной структуры.

Следовательно, задачи фиксации – это убить клетку, прекратить активность

внутриклеточных ферментов, предотвратить распад клеточных компонентов, а

также избежать потери структур и веществ, препятствовать появлению

структур, отсутствующих в живой клетке (артефактные структуры). К

сожалению, еще не найден такой химический фиксатор, который бы

удовлетворял всем этим требованиям.

Часто для фиксации используются альдегиды и их смеси с другими

веществами. В качестве фиксаторов применяют также спирты, вызывающие

необратимую денатурацию белков, осаждение нуклеиновых кислот и

полисахаридов. Осаждающим действием обладают такие сулемовые фиксаторы

и фиксаторы с пикриновой кислотой. Фиксаторы, содержащие четырехокись

осмия (OsO

), хорошо сохраняют липиды.

После фиксации объекты в дальнейшем можно подвергать дополнительной

обработке. Одной из главных таких обработок является окрашивание клеток.

Именно дополнительное окрашивание клеток позволило выявить в них массу

деталей.

Стекла с фиксированными мазками одноклеточных организмов или с

клетками культуры ткани можно непосредственно помещать в красители. Но для

окрашивания клеток в составе органов необходимо получить их срезы. Изучают

такие срезы и отдельных клеток.

Для этого после фиксации кусочки органов обезвоживают в спиртах

возрастающей концентрации, спирт замещают ксилолом, а ксилол – парафином.

Таким образом, фиксированная ткань, минуя высушивание на воздухе,

оказывается заключенной в твердую массу парафина, которую можно нарезать.

Срезы толщиной до 5-10 мкм получают на специальном приборе –

микротоме. Такие срезы приклеиваются на предметное стекло: парафин

растворяется в ксилоле, ксилол удаляется спиртами, которые замещаются водой.

Теперь срезы можно окрашивать водными растворами красителей. Для

изготовления постоянных препаратов окрашенные срезы снова обезвоживаются

и заливаются в канадский бальзам под покровным стеклом, эти препараты

можно длительно хранить.

Для окраски фиксированных тканей и клеток применяют различные

натуральные и главным образом синтетические красители. Натуральные

красители (гематоксилин, кармин и др.) употребляют в сочетании с протравами

(окислы различных металлов), с которыми они образуют комплексные

соединения (лаки).

Синтетические красители подразделяют на кислые и основные. Основные

краски представляют собой соли красящих оснований, содержащие в своем

составе аминогруппы, которые и определяют их щелочность. Такие красители

образуют солевые связи с кислотными группами в структурах клетки.

Следовательно, участки клеток, богатые кислотными группами, свяжутся с

основными красителями, будут, как их называют, базофильными. Кислотные

красители содержат в своем составе гидроксильные группы, или группы SO

OH.

Структуры клеток с основными (щелочными) свойствами связываются с

кислотными красителями и называются ацидо- или оксифильными. Существует

множество смесей таких красителей, которые одновременно могут окрашивать

различные участки клеток в разные цвета и тем самым повышать контрастность

клеточных и внеклеточных компонентов. Таким образом, используя

всевозможные красители, исследователи не только добиваются четкости

морфологической картины клетки, но получают некоторые сведения о химизме

той или иной структуры.

Ряд красочных приемов, направленных на выявление специфических

химических веществ, получил название гистохимических и цитохимических.

Методов цитохимического анализа очень много.

Существует целый ряд специфических красочных приемов, прямо

выявляющих те или иные вещества. Это собственно гистохимические

(цитохимические) реакции. Основные требования, предъявляемые к такого рода

реакциям, следующие: специфичность связывания красителя, неизменность

локализации вещества.

Примером такого рода цитохимических реакций может быть широко

применяемая реакция на ДНК, реакция Фёльгена (рис. 8). Суть ее в том, что

после специфического кислотного гидролиза только на ДНК в результате