Ченцов Ю.С. Введение в клеточную биологию. Общая цитология

Подождите немного. Документ загружается.

отщепления пуринов на дезоксирибозе образуются альдегидные группы. Эти

группы могут взаимодействовать со специфическим индикатором , реактивом

Шиффа (обесцвеченное основание фуксина), давая красное окрашивание в

местах локализации ДНК. Связывание красителя в этом случае строго

количественное, что позволяет не только обнаружить и указать места, где есть

ДНК, но и измерить ее количество. Используя этот же принцип выявления

альдегидных групп, можно в клетках видеть расположение полисахаридов после

гидролиза их периодной кислотой (так называемая PAS-реакция).

Также специфически можно определить локализацию белков реакциями на

отдельные аминокислоты (тирозин, триптофан, аргинин и др.). Липиды и жиры

обнаруживают в клетках специальными красителями (судан черный), хорошо

растворяющимися и аккумулирующимися в жировых включениях.

Целая группа цитохимических реакций связана с обнаружением ферментов.

Общий принцип этих реакций в том, что в микроскоп видны не сами белковые

ферменты, а места их локализации, которые обнаруживаются по продуктам их

специфической ферментативной активности.

Количество конечного продукта цитохимической реакции можно определить с

помощью метода цитофотометрии. Основу его составляет определение

количества химических веществ по поглощению ими света определенной длины

волны. Было найдено, что интенсивность поглощения лучей пропорциональна

концентрации вещества при одной и той же толщине объекта. Следовательно,

оценивая степень поглощения света данным веществом, можно узнать его

количество. Для такого рода исследований используют приборы – микроскопы-

цитофотометры; у них за объективом расположен чувствительный фотометр,

регистрирующий интенсивность прошедшего через объект светового потока.

Зная площадь или объем измеряемой структуры и значение поглощения, можно

определить как концентрацию данного вещества, так и его абсолютное

содержание. Широко используется метод цитофотометрии при определении

количества ДНК на клетку после реакции Фёльгена. В данном случае

фотометрируется не сама ДНК, а содержание красно окрашенного фуксина,

количество которого прчямо пропорционально содержанию ДНК. Сравнивая

полученные величины поглощения со стандартами, можно получить точные

значения количества ДНК, выраженные в граммах. Этот метод позволяет

измерять количество ДНК до 10

-12

– 10

-14

г, в то время как микрохимические

методы имеют чувствительность не более 10

-6

г. С помощью цитофотометрии

содержание ДНК в клетках определяется намного точнее обычных

биохимических методов.

Количественную оценку получают не только поглощающие свет объекты и

вещества, но и излучающие (светящиеся ). Так, разработаны приемы

количественной флурометрии, позволяющие по степени свечения определить

содержание веществ, с которыми связываются флуорохромы.

Для выявления специфически белков применяют иммунохимические

реакции с использованием флуоресцирующих антител. Этот метод

иммунофлуоресценции обладает очень большой специфичностью и

чувствительностью. Его можно использовать для выявления не только белков,

но и отдельных последовательностей нуклеотидов в ДНК или для определения

мест локализации РНК-ДНК гибридных молекул. Для этого сначала на белок

(например, тубулин) получают специфические сыворотки, содержащие

антитела. Очищенные антитела химически соединяют с флуорохромами. Такие

препараты наливают на объекты и с помощью люминесцентного микроскопа по

свечению флуорохрома находят места локализации искомых белков в клетке.

Однако для того, чтобы меченные флуорохромами антитела проникли в клетку,

необходимо плазматическую мембрану сделать проницаемой. Обычно это

достигается фиксацией клеток и частичной экстракцией липидов из мембран.

Для изучения с помощью этого метода цитоскелетных белков прибегают к

растворению клеточных мембран различными детергентами.

Для выяснения локализации мест синтеза биополимеров, для определения

путей переноса веществ в клетке, для наблюдения за миграцией или свойствами

отельных клеток широко используют метод радиоавтографии – регистрации

веществ, меченных изотопами (рис. 9). Принцип этого метода очень прост, он

повторяет метод Беккереля, открывшего радиоактивный распад. При

радиоавтографическом исследовании клеткам в среду вводится предшественник

одного из макромолекулярных соединений (например, аминокислота или

нуклеотид), один из атомов которого замещен радиоактивным изотопом.

Например, вместо

С введен атом

С, вместо водорода – тритий

Н и др. В

процессе синтеза в биополимер включится и меченая молекула

предшественника. Регистрировать ее место в клетке можно с помощью

фотоэмульсии. Если клетки в пласте или на срезе покрыть фотоэмульсией, то

через некоторое время в результате распада изотопа – частицы, разлетающиеся

хаотично в разных направлениях, попадут в зону чувствительного фотослоя и

активируют в нем зерна бромистого серебра. Чем больше будет время

экспозиции, т.е. контакта такой меченой клетки с фотоэмульсией, тем больше

зерен AgBr будет засвечено. После экспозиции надо проявить препарат, при

этом происходит восстановление серебра только в засвеченных гранулах, при

фиксации препарата незасвеченные гранулы AgBr растворяются. В результате

из массы гранул, которые покрывали объект, останутся только те, которые были

активированы β-излучением. Просматривая в микроскоп такие препараты,

поверх которых нанесен слой фотоэмульсии, исследователь находит места

локализации зерен серебра, которые располагаются напротив мест, где

содержится меченое вещество (рис. 9).

Этот метод имеет ограничения: точность его будет зависеть от величины

зерна AgBr и от энергии частицы. Чем больше величина зерна, тем с меньшей

точностью можно узнать место расположения изотопа. И чем выше энергия

частицы и длиннее ее пробег, тем дальше от места распада будет происходить

активация зерен AgBr . Поэтому для метода радиоавтографии используют

особые мелкозернистые фотоэмульсии (0,2-0,3 мкм) и изотопы с малой энергией

β-частиц, главным образом изотоп водорода, тритий (

Н). Тритием могут быть

мечены любые предшественники биологических макромолекул: нуклеотиды,

аминокислоты, сахара, жирные кислоты. Используются также для

радиоавтографических исследованных меченые гормоны, антибиотики,

ингибиторы и др. Радиоавтографически нельзя изучать растворимые в воде

соединения, так как в процессе обработки клеток водными растворами

(фиксация, проявление и т.д.) они могут потеряться. Другим ограничением

метода является достаточно высокая концентрация данных веществ, так как при

низкой концентрации радиоактивного вещества время экспозиции

увеличивается, при этом растет опасность появления фона засвеченных гранул

AgBr за счет космического излучения.

Метод радиоавтографии – один из основных методов, позволяющих изучать

динамику синтетических процессов, сравнить их интенсивность в разных

клетках на одном и том же препарате. Так, например, с помощью этого метода

при использовании меченых предшественников РНК было показано, что вся

РНК синтезируется только в интерфазном ядре, а наличие цитоплазматической

РНК является результатом миграции синтезированных молекул из ядра.

Метод радиоавтографии используется также для определения расположения

определенных типов нуклеиновых кислот или отдельных нуклеотидных

последовательностей в составе клеточных ядер или хромосом – метод

молекулярной гибридизации. Для этого раствор с меченной нуклеиновой

кислотой (например с рибосомной РНК) или с ее фрагментом (например, с

сателитной ДНК) наносят на препарат, предварительно обработанный так,

чтобы денатурировать ДНК (разорвать водородные связи в нативной ДНК) в

составе хромосом или ядер, что достигается щелочной или температурной

обработкой образца,. В процессе ренатурации ДНК происходит образование

молекулярного гибрида между меченой нуклеиновой кислотой из раствора и

комплементарным ему участком ДНК в препарате. Место такой гибридизации

определяется радиоавтографически. Этот метод молекулярной гибридизации

нуклеиновых кислот позволяет с большой точностью локализовать на

хромосоме места с данной нуклеотидной последовательностью или даже

расположение определенных генов.

Метод молекулярной гибридизации нуклеиновых кислот используется также

при окраске их флуорохромами. Например, если выделенную ядрышковую

ДНК, ответственную за синтез рибосомных РНК, предварительно связать с

каким-либо флуорохромом, то после проведения ренатурации ДНК на

препаратах с этой флуоресциирующей рибосомной ДНК, можно видеть, что

флуоресценция будет наблюдаться только в ядрышках интерфазных клеток или

только в зонах ядрышковых организаторов митотических хромосом. Таким

образом можно в клетках локализовать любые последовательности ДНК и даже

расположение в ядрах отдельных хромосом. Этот прием называется FISH-метод

(флуоресцентная in situ гибридизация).

Электронная микроскопия

Рассматривая характеристики светового микроскопа, можно убедиться, что

единственным путем увеличения разрешения оптической системы будет

использование источника освещения, испускающего волны с наименьшей

длиной. Таким источником может быть раскаленная нить, которая в

электрическом поле выбрасывает поток электронов, последний можно

фокусировать, пропуская через магнитное поле. Это послужило основой для

создания электронного микроскопа, в котором уже сейчас достигнуто

разрешение в 1 А (0,1 нм). По принципу конструкции электронный микроскоп

очень сходен с оптическим: в нем есть источник освещения (катод электронной

пушки), конденсорная система (конденсорная магнитная линза), объектив

(объективная магнитная линза), окуляр (проекционные магнитные линзы),

только вместо сетчатки глаза электроны попадают на люминесцирующий экран

или на фотопластинку (рис. 7).

Основная часть такого микроскопа представляет собой полый цилиндр

(колонка микроскопа), из которого откачан воздух для того, чтобы не было

взаимодействия электронов с молекулами газов и окисления вольфрамовой нити

накаливания в катоде электронной пушки. Между катодом и анодом подается

высокое напряжение (от 50 до 200-5000 кВ), что служит причиной ускорения

электронов. В центре анода есть отверстие, проходя через которое электроны

формируют пучок, идущий вниз по колонке микроскопа. Линзы электронного

микроскопа представляют собой электромагниты, поле которых может изменять

путь электронов (как стеклянные линзы изменяют путь фотонов). В

конденсорной линзе пучок электронов фиксируется и попадает на объект, с

которым электроны взаимодействуют, отклоняются, рассеиваются, поглощаются

или проходят без изменения. Электроны, прошедшие через объект,

фокусируются объективной линзой, которая формирует увеличенное первичное

изображение объекта. Так же как в световом микроскопе, объективная линза

определяет его основные показатели. Первичное изображение увеличивается

проекционной линзой и проецируется на экран, покрытый люминесцентным

слоем, светящимся при попадании на него электронов. Вместо светящегося

экрана изображение можно поместить на фотопластинку и получить снимок.

Напряжение, которое используется для ускорения электронов в большинстве

просвечивающих (трансмиссионных) электронных микроскопов, достигает 50-

150 кВ. При напряжении в 50 кВ электрон обладает длиной волны в 0,05 А, и в

этом случае теоретически можно было бы получить разрешение в 0,025 А (d ~

0,5 λ). Однако в современных конструкциях электронных микроскопов

достигается разрешение около 1 А из-за недостаточной стабильности

напряжения, стабильности тока линз, неоднородности металла магнитных линз

и других несовершенств прибора (теоретически возможно еще повысить

разрешение электронного микроскопа в 100 раз). Но и достигнутое разрешение

огромно (вспомним, что величина О-Н связи в молекуле воды равна 0,99 А):

оно сейчас уже в 10

раз выше разрешающей способности глаза!

На экранах и фотопластинках электронных микроскопов можно получить

увеличение до 50 000 раз, в дальнейшем при фотопечати можно получить еще

10-кратное увеличение, так что конечное увеличение, при котором максимально

реализуется разрешение, может достигать 10

раз (например, если 1 мм

увеличить в 10

раз, то он достигнет длины в 1 км).

В настоящее время электронно-микроскопическое изображение с

флуоресцирующего экрана с помощью цифровой телекамеры передается прямо

в компьютер, где на экране монитора его можно обрабатывать различным

образом (изменять увеличение, контрастность изображения, применять

денситометрию, плани- и морфометрию отдельных компонентов). Используя

принтер можно получить отпечатки полученных изображений.

Максимальное разрешение электронного микроскопа (ЭМ) реализуется

сейчас только при исследовании металлов или кристаллических решеток. На

биологических объектах такого разрешения получить пока не удается из-за

низкой контрастности объекта. Биологические объекты для исследования в ЭМ

помещаются на медные сеточки, покрытые тонкими пленками – подложками

(формвар, коллодий, углерод), состоящими в основном из углерода.

Биологические объекты также в основном содержат углерод и, следовательно,

мало по плотности будут отличаться от фона, будут мало контрастны. Показано,

что минимальная толщина биологического объекта с плотностью около 1 г/см

выявляемого при ускоряющем напряжении в электронном микроскопе 50 кВ,

равна 50 А. Вирусы, расположенные на поддерживающей пленке, будут видны в

этом случае в виде бесструктурных пятен, а молекулы нуклеиновых кислот

(толщина ДНК равна 20 А ) вообще не видны из-за низкого контраста. Контраст

биологических объектов можно повысить, используя тяжелые металлы или их

соли.

Контрастирование корпускулярных объектов

Корпускулярными объектами можно назвать частички вирусов, фагов,

выделенные клеточные компоненты (рибосомы, мембраны, вакуоли и т.д.),

макромолекулы.

Одним из широко распространенных методов контрастирования

биологических объектов является оттенение металлами. В этом случае в

специальных вакуумных установках производится термическое испарение

металла. При этом атомы металла разлетаются от места испарения по прямым

траекториям. Встречаясь с объектом, они осаждаются на нем в виде слоя; его

толщина будет больше в местах, перпендикулярных направлению полета частиц

металла. В участках, где объект экранирует пучок частиц, возникнут «тени».

Таким образом , напыленная часть объекта обладает большей плотностью, чем

напыленная подложка (фон), и поэтому объект будет виден. Этот метод широко

применяется не только для контрастирования вирусов, рибосом, но и для

достаточно тонких молекул нуклеиновых кислот. Минус этого метода в том, что

он приводит к увеличению размеров объекта на толщину напыленного слоя,

который в лучшем случае достигает 10-15 А. Другой недостаток его в том, что

он дает информацию только о внешнем виде и объеме частиц. Для

контрастирования оттенением используется платина, палладий, их сплавы, уран.

При негативном контрастировании объектов растворами солей тяжелых

металлов применяют молибденовокислый аммоний, уранилацетат, фосфорно-

вольфрамовую кислоту (ФВК) (рис. 10). Если водные растворы таких веществ

смешать с биологическими объектами, а затем их нанести на пленки-подложки

и высушить, то объекты (например, вирусы или белковые комплексы) окажутся

как бы погруженными в тонкий слой аморфного вещества высокой плотности. В

электронном микроскопе они выглядят как светлые объекты на темном фоне

(как фотонегатив). Преимущества метода в том, что растворенные соли могут

проникать в глубь объекта и выявлять дополнительные его детали. Негативное

контрастирование широко применяется при изучении вирусов, ферментных

комплексов мембран. Нитчатые молекулы нуклеиновых кислот этим методом

выявляются плохо из-за их малой толщины.

Соли тяжелых металлов можно использовать при так называемом позитивном

контрастировании. В этом случае контрастирующее вещество связывается со

структурой, повышает ее электронную плотность. Часто для позитивного

контрастирования нуклеиновых кислот используют растворы уранилацетата в

спирте или в ацетоне. Уранилацетат, контрастируя нуклеиновые кислоты,

хорошо прокрашивает центральные полости сферических вирусов, значительно

повышает контраст рибосом и позволяет видеть тонкие нити выделенных

нуклеиновых кислот.

Ультрамикротомия

При изучении объектов в электронном микроскопе возникает еще одно

осложнение – это их толщина. Дело в том, что при прохождении пучка

электронов через объект часть электронов поглощается, что приводит к

нагреванию объекта и к его деформации. Поэтому необходимо иметь тонкие

объекты (не выше 0,1 мкм). Другое ограничение заключается в том, что даже

если мы будем рассматривать неизменяющиеся объекты большой толщины

(около 0,5-1 мкм), что в принципе возможно (например, в мегавольтном

электронном микроскопе, см. ниже), то на конечном изображении будут

наслаиваться проекции структур, располагающихся на разных уровнях по

толщине объекта. Тем самым изучать в трансмиссионных микроскопах

внутреннее строение целых клеток плохо и неудобно. Выход из этого положения

аналогичен тому, что было найдено для световой микроскопии, - делать срезы

очень малой толщины, ультратонкие срезы (0,05-0,10 мкм).

Процедура их изготовления в принципе сходна стой, что используется в

световой микроскопии. Клетки и ткани для этого сначала фиксируют. В качестве

фиксаторов используются буферные растворы глутарового альдегида или

четырехокиси осмия. Наиболее часто применяется двойная фиксация: сначала

глутаровый альдегид, а затем осмий, который как тяжелый металл

контрастирует клеточные структуры. Затем, после обезвоживания, ткани

пропитываются эпоксидными смолами или другими пластиками в жидкой,

мономерной форме. При полимеризации таких пластмасс пропитанный ими

объект оказывается заключенным в твердые блоки, которые уже можно резать

на тонкие срезы. Здесь возникают две проблемы: где взять идеальные ножи,

изъяны которых не сказывались бы при изучении клеток на почти молекулярных

уровнях, и как изготовить срезы толщиной в сотые доли микрона. Первая задача

была решена таким образом: оказалось, что идеально острой и без зазубрин

режущей поверхностью обладают сколы стекла (рис. 11). Но стеклянные ножи

очень недолговечны, их используют только один раз. Применяют алмазные

ножи: это специальным образом заточенные мелкие алмазы, они служат в

течение нескольких лет.

Проблема изготовления сверхтонкого среза была решена тоже, казалось бы,

просто – это термическая подача объекта. Блок с заключенным в пластмассу

объектом крепится на металлическом стержне, который нагревается и тем

самым продвигает объект вперед на определенную величину за известное

время. И если эту термическую подачу согласовать с ритмическими циклами

резания, то можно получить серии срезов заданной толщины. Это достигается

при использовании специальных приборов – ультрамикротомов. Существуют

конструкции ультрамикротомов, где подача объекта осуществляется

механически.

Площадь получаемых ультратонких срезов обычно очень мала (0,1-1 мм

поэтому все операции при ультрамикротомировании идут под

микроскопическим контролем. Срезы, смонтированные на сетках с подложкой,

необходимо дополнительно контрастировать – «окрашивать» с помощью солей

тяжелых металлов. В этом случае используют также соли свинца и урана,

которые связываясь с внутриклеточными структурами на срезе, позитивно их

контрастируют.

Техника изготовления ультратонких срезов открыла огромные возможности

для применения электронной микроскопии буквально во всех областях

биологии и медицины

Этот метод позволяет применять цитохимические приемы на уровне

электронной микроскопии: в данном случае необходимо, чтобы продукты

реакции были электронноплотными, отклоняли бы электроны. Кроме того,

реакции не должны приводить к появлению артефактных картин уже на